El papel de los ejes CCL22-CCR4 en la metástasis de células de cáncer gástrico en lechosa omental spots

el papel de los ejes CCL22-CCR4 en la metástasis de células de cáncer gástrico en manchas lechosas epiplón
Resumen Antecedentes Francia El
epiplón es uno de los sitios iniciales de la metástasis peritoneal porque posee manchas lechosas que proporcionan un microambiente para las células cancerosas migran a fácilmente y se convierten en micrometástasis. Este estudio investigó el papel de los eje CCL22-CCR4 en células de cáncer gástrico se infiltran selectivamente en manchas lechosas.
Métodos
células MFC cáncer gástrico marcadas con DiI se inyectaron por vía intraperitoneal en la cepa 615 ratones. Los ratones fueron sacrificados a intervalos especificados y el epiplón se escindió para inmunohistoquímica. Los efectos de CCL22 en la proliferación y migración de MFC se evaluaron mediante MTT y ensayos de trans pocillos. RT-PCR y análisis de transferencia Western detectó CCR4 mRNA y los niveles de expresión de proteínas en células microbianas. La inmunohistoquímica se utilizó para analizar la expresión de CCL22 y CCR4 en las micrometástasis mancha lechosa.
Resultados
Dos semanas después de la inyección intraperitoneal, las áreas mancha lechosa estaban completamente ocupados por la proliferación de células de cáncer gástrico y de células de tipo cúmulo micrometástasis se observaron. En contraste, las células cancerosas forman micrometástasis de tipo de células individuales en las áreas de punto no lácteos. MFC expresa CCR4, que se localiza en la superficie celular y o en el citoplasma. Diferentes concentraciones de CCL22 aumentó significativamente la capacidad de proliferación de las células microbianas. Además, las concentraciones de CCL22 entre 10 a 100 ng /ml aumentó significativamente la migración de MFC. Dentro de manchas lechosas omental, CCL22 fue localizada principalmente en la superficie celular y o en el citoplasma. Dentro de las secciones de micrometástasis mancha lechosa epiplón, CCR4 fue reconocido sobre o en células de cáncer gástrico, células constituyentes lechosa manchas de sangre, células endoteliales y células sanguíneas.
Conclusiones
manchas lechosas epiplón son un microambiente adecuado para tomarse células de cáncer gástrico gratuitas peritoneales migrar, sobrevivir, y establecer metástasis de células de tipo cluster. El eje CCL22-CCR4 contribuye a este proceso de infiltración selectiva.
Palabras clave
El cáncer gástrico Omental mancha lechosa peritoneal metástasis CCL22 CCR4 Introducción
metástasis peritoneal es un patrón común de metástasis a distancia en el cáncer gástrico. Numerosos estudios han confirmado que el pronóstico de los pacientes con cáncer gástrico con metástasis peritoneal es pobre, incluso en aquellos pacientes tratados con cirugía radical [1]. metástasis peritoneal desarrolla a partir de micrometástasis procedentes de células de cáncer peritoneal libre [2]. Por lo tanto, es importante comprender las características y mecanismos implicados en la formación de micrometástasis peritoneales. Tal comprensión ayudará en la prevención y la recurrencia de metástasis peritoneales, lo que mejora el pronóstico de pacientes con cáncer gástrico.
Manchas lechosas son tejidos linfoides primitivos en la cavidad peritoneal de los seres humanos y animales, que existe principalmente en el epiplón mayor. Por el contrario, relativamente pocas manchas lechosas se encuentran en el suelo mesenterio y de la pelvis, y sin manchas lechosas se encuentran en otras áreas del peritoneo [3]. manchas lechosas comprenden numerosas agregaciones de los macrófagos y linfocitos y están implicados en el aclaramiento de las partículas, bacterias y células tumorales de la cavidad peritoneal, que juega un papel importante en la defensa peritoneal [4] - [6]. En particular, se encontró que los macrófagos omental ser citotóxica contra las células tumorales [7], [8]. Algunos estudios han demostrado que las manchas lechosas epiplón son conocidos sitios de metástasis de carcinomas de ovarios, estómago y colon [9]. Las células cancerosas se infiltran selectivamente en los puntos blancos en las primeras etapas de la difusión del cáncer peritoneal y localizar un microambiente en el que son capaces de sobrevivir, crecer y formar metástasis sólidos [10]. Esta unión preferencial puede explicarse por la existencia de ciertas características especiales de manchas lechosas, incluyendo los niveles más altos de moléculas de adhesión celular y factores de crecimiento-estimuladoras [11], [12]. Por lo tanto, mientras que las manchas lechosas tienen propiedades citotóxicas contra las células tumorales y desempeñan un papel importante en la defensa peritoneal, también proporcionan sitios donde se producen la proliferación de células tumorales y micrometástasis.
Las quimioquinas son pequeñas proteínas secretadas clasificadas en los cuatro subfamilias basándose en la secuencia de conservadas N-terminal de los residuos de cisteína: CXC, CC, C, y CX3C [13], [14]. Muchos estudios han demostrado que las quimiocinas y receptores de quimioquinas están causalmente implicados en la metástasis del cáncer [15] - [21]. La quimioquina MDC /CCL22 macrófagos derivados es una de las quimiocinas CC producidos por los macrófagos y CCR4 fue identificado como su receptor específico [17] - [21], que es también el receptor funcional para otras quimiocinas CC. La expresión de receptores de quimioquinas se sabe que está asociado con la metástasis de cáncer, tales como CXCR4, CCR7 y CCR10 en el cáncer de mama [16] y CXCR5, CCR6, CCR7, y CCR4 en los cánceres de páncreas, gástrico y de próstata [22], [23] . Algunos estudios demostraron que definitivamente CXCR4 y CXCL12 juegan un papel importante en la metástasis de células de cáncer gástrico en la cavidad peritoneal [23] - [25]
manchas lechosas epiplón comprenden numerosos macrófagos, pero el papel de la MDC /CCL22-. eje CCR4 en células de cáncer gástrico se infiltran selectivamente en puntos blancos aún no ha sido identificado. Por lo tanto, hemos examinado la expresión de MDC /CCL22 y CCR4 en micrometástasis mancha lechosa, con el objetivo de establecer un nuevo método de tratamiento para la prevención de la metástasis peritoneal, centrándose en la quimiotaxis de células de cáncer gástrico.
Materiales y métodos
células tumorales de línea y animales
murinos MFC cáncer gástrico, derivadas de la cepa 615 murino carcinoma del estómago proximal, se obtuvieron del laboratorio central del hospital Afiliado de la Universidad médica de Frist Dalian. MFC se cultivaron en RPMI-1640 (Gibco) suplementado con 10% de suero fetal bovino (Sigma) en un incubador de 5% de CO 2 a 37 ° C. Una vez confluentes, se tripsinizaron las células y se aclararon en medios D-Hanks. Un recuento de células viables se realizó mediante exclusión con azul de tripano.
Seis semanas de edad, cepa 615 ratones se obtuvieron de la Universidad Médica de Dalian de China. Los ratones se mantuvieron bajo condiciones estándar de laboratorio y tuvieron acceso libre a comida estándar de laboratorio y agua. Los protocolos de estudio fueron aprobados por el Comité de Investigación Animal de la Universidad Médica de Dalian de China, de acuerdo con las directrices nacionales (Número de Permiso: SYXK2008-0002). Se tomaron todas las medidas para minimizar cualquier dolor o molestia. Se recogieron microscopía electrónica de barrido

muestras epiplón, se fijaron durante la noche con 2,5% glutaraldehído en 0,1 M tampón TUBOS (pH 6,9), se lavaron tres veces en Tubos frescas (pH 6.9), y el tampón después de la fijada durante 1,5 horas en un 1% tetróxido de osmio en 0,1 M Pipes (pH 6,9). Las muestras se lavaron en dH 2O tres veces y después se deshidrataron en concentraciones crecientes de etanol (50, 70, 90 y 100%). Los especímenes fueron microscopía electrónica de transmisión
punto seco de dióxido de carbono líquido, recubiertas con un espesor de 3 nm con un dispositivo de recubrimiento de plasma de osmio, y se observaron con un microscopio electrónico de barrido Hitachi S-520. Crítico
seis bandas de grasa omental obtuvieron de tres se utilizaron 615 ratones de cada género. Las bandas se sumergieron en una solución de fijación que contiene 2% de glutaraldehído durante 2 horas, a continuación post-fijados en una solución que contiene 2% de tetróxido de osmio y 1,5% de sacarosa en una solución tampón 0,05 M de fosfato durante 2 horas a 4 ° C. Las muestras se deshidrataron en una serie graduada de etanol. Después de la sustitución de acetona para el etanol, las muestras se embebieron en bloques de resina epoxi. cortes ultrafinos se tiñeron con acetato de uranilo y citrato de plomo y se observaron con un microscopio electrónico de transmisión (JEM-2000EX) unión de las células del tumor.
al epiplón
Las células MFC se incubaron en RPMI-1640 completo a una concentración de 2 mg /L DiI (Sigma) durante 60 min a 37 ° C. Las células se lavaron tres veces con solución salina equilibrada de Hanks. La tasa de etiquetado celular fue del 100% y un 1 × 10 4 células fueron inyectadas por vía intraperitoneal. Los ratones fueron sacrificados a las 4, 12, 36, 48, 72 y 120 horas, y 7, 10, y 14 días después de la inyección intraperitoneal. El omento se escindió y se estiró en portaobjetos de microscopio para su posterior procesamiento.
HE y tinción inmunohistoquímica
muestras epiplón se recogieron, se fijaron en una solución de formaldehído al 4% (pH 7,4) a 4 ° C durante 24 horas, se enjuagaron tres veces con solución salina tamponada con fosfato (pH 7,4) durante 3 horas, se deshidrataron en una serie graduada de etanol y se incluyeron en parafina. Luego, a 5 micras de espesor secciones consecutivas fueron procesados ​​para inmunotinción HE y por deparaffinisation con xileno y la rehidratación con etanol graduada.
Para aumentar la expresión del antígeno en los tejidos, solución tampón de citrato se añadió a las muestras y se hirvieron en un microondas horno. Las muestras se trataron con una solución de peróxido de hidrógeno al 3% durante 10 min para suprimir la actividad peroxidasa endógena y después se aclararon con solución salina tamponada con fosfato (PBS). Para evitar reacciones inmunes no específicos, las muestras se trataron con suero normal de cabra al 3% durante 10 min, y se enjuagaron con PBS. El anti-ratón de anticuerpo CCL22 conejo policlonal primario (Santa Cruz Biotechnology, Santa Cruz, CA, EE.UU.) y de conejo anti-ratón de anticuerpo CCR4 (Abcam, Cambridge, Reino Unido) se diluyeron 1: 100 con suero de cabra y se incubó a temperatura ambiente durante 1 hora. Después de tres lavados de 2 min con PBS, las secciones se incubaron con un anticuerpo secundario de cabra biotinilado durante 30 minutos (DAKO, Carpinteria, CA, EE.UU.). Después de tres lavados de 2 min con PBS, se añadió estreptavidina peroxidasa de rábano picante (DAKO) a la sección de 30 min, seguido de otros tres lavados de 2 min con PBS. Las muestras se desarrollaron con sustrato de 3,3 'diaminobenzidina (Vector Laboratories, Burlington, Ontario, Canadá) por 1 min y de contraste con hematoxilina de Mayer. Los portaobjetos se deshidrataron siguiendo un procedimiento estándar y sellados con cubreobjetos. El control negativo se preparó por el mismo procedimiento utilizando PBS en lugar del anticuerpo primario. tejidos normales del estómago se utilizaron como control positivo.
inmunocitoquímica tinción de CCR4
células de cáncer gástrico se sembraron en portaobjetos de cámara recubiertos con poli-L-lisina, que se pueden conectar durante 48 horas y luego se utilizaron para inmunocitoquímica. Las células se fijaron con 0,3% H 2O 2 en metanol durante 60 min a temperatura ambiente, se lavaron 4 veces en PBS, se bloquearon con 3% de BSA y se permeabilizaron con PBS que contenía 0,1% de Triton X-100 durante 60 minutos a temperatura ambiente. El anticuerpo, anti-ratón CCR4 anticuerpo policlonal conjugado con FITC (1 mg /ml, eBioscience), se incubó durante 60 min a 37 ° C, se lavó 4 veces y inspeccionado bajo un microscopio de fluorescencia (BX-51 TR32000, Olympus).
etiquetado de inmunofluorescencia de los macrófagos en manchas lechosas epiplón
por inmunohistoquímica, el epiplón se fijó en formalina durante 60 minutos y se lavaron tres veces con solución salina tamponada con fosfato. El omento se incubó durante 60 min a 37 ° C con un anti-ratón-F4 /80 marcador conjugado con FITC murino macrófagos (1 mg /ml; Biolegend), se lavó tres veces en solución salina y tamponada con fosfato y luego se secó al aire en un lugar oscuro ambiente durante 12 horas. La tinción inmunohistoquímica fue directamente anotó y las imágenes se capturaron usando un microscopio de fluorescencia. (BX-51 TR32000; Olympus) guía inversa análisis PCR de transcripción
ARN total fue extraído y purificado a partir de células microbianas cultivadas usando un RNeasy Mini Kit (Qiagen, Milán, Italia). La extracción incluye una etapa de digestión DNasa I. la cantidad y la calidad del ARN se evaluó por espectrofotometría UV. El ARN se transcribe en cDNA utilizando el Sistema primer capítulo de síntesis superíndice (Invitrogen). RT-PCR se realizó con superíndice One-Step (Invitrogen). Los cebadores utilizados fueron los siguientes: cebador sentido 5'-CCR4 GGGGTCATCACCAGTTTG-3 ', CCR4 cebador antisentido 5'-TCTTCACCGCCTTGTTCT-3'), GAPDH cebador directo 5'-CCACCCATGGCAAATTCCCATGGCA-3 ', y cebador inverso 5'-GAPDH TCTAGACGGCAGGTCAGGTCCACC- 3 '.
análisis de transferencia de Western
células se lavaron con solución salina tamponada con fosfato (PBS) y se lisaron en ensayo de radioinmunoprecipitación (RIPA) de tampón de lisis (NaCl 150 mM, 50 mM Tris-HCl, 0,1% de dodecil sulfato de sodio, 1% Nonidet P-40, 1 mM de fluoruro de fenilmetilsulfonilo). Los lisados ​​fueron aprobados por centrifugación (15.000 rpm durante 5 min) y las concentraciones de proteína se determinaron utilizando el método del ácido bicinconınico antes de su almacenamiento a -80 ° C. cantidades equivalentes de proteína se separaron en electroforesis en gel de SDS-poliacrilamida (PAGE) y se transfirieron a membranas de difluoruro de polivinilideno. Las membranas se bloquearon en 5% de leche sin grasa en solución salina tamponada con Tris con 0,1% de Tween 20 y se incubaron con el anticuerpo primario durante la noche a 4 ° C. Los complejos inmunes se detectaron entonces usando el sistema de quimioluminiscencia mejorada (Amersham, Buckinghamshire, Reino Unido). Ensayo de proliferación celular
MFC se sembraron en placas de 96 pocillos a una densidad de 1 × 10 4 células por pocillo ( 200 ml) y se incubaron en medio completo durante 24 horas. El medio se reemplazó con medio libre de suero que contenía diversas concentraciones de CCL22, con RPMI 1640 que sirve como el control negativo. Después de incubar durante 24 horas, 20 l de MTT reactivo; se añadió (5 mg /ml Sigma-Aldrich Co.) y se incubaron durante 4 horas. ensayo de migración
Después, se añadieron 100 l de reactivo de detergente, se dejó a temperatura ambiente en la oscuridad durante 2 horas y la absorbancia a 492 nm grabado.
ensayos de migración celular se realizaron en cámaras de 6,4 mm de diámetro con 8-mm filtros de poro (Becton Dickinson Labware, Franklin Lakes, NJ). MFC se colocaron en la cámara superior (100 células por pocillo), mientras que la cámara inferior se llenó con DMEM que contenía diversas concentraciones de CCL22 (0, 1, 10, y 100 ng /ml). Las células se incubaron durante 24 horas a 37 ° C en 5% de CO2. Se eliminaron las células que no pasaron a través de los poros de la membrana. Las células migradas se fijaron y se tiñeron. El número de células en la cámara inferior se contaron en 10 campos al azar (× 200) y se expresaron como el número medio de células por campo de visión. Los datos se representan como la media de tres experimentos independientes.
Resultados
Morfología de las manchas lechosas
Microscopía electrónica reveló que las manchas lechosas se componen en gran parte de los macrófagos abundantes (Figura 1A), con algunos linfocitos, neutrófilos y diversas células del estroma (Figura 1B). Figura 1 La transmisión y microscopía electrónica de barrido de manchas lechosas epiplón. (A) El microscopio electrónico reveló que la composición celular de las manchas lechosas se compone en gran parte de los macrófagos abundantes (M). (B) Algunos linfocitos (L) y los neutrófilos (N) se observaron también (ampliación, 4,000X). (C) En las zonas mancha lechosa, las células de la capa de superficie consistió en macrófagos, linfocitos y células mesoteliales discontinuos y se separaron por espacios intercelulares o poros. (D) En la no lechoso áreas de punto, no se observaron huecos intercelulares o poros (ampliación, 500X).
Microscopía electrónica de barrido reveló que la superficie de estas manchas lechosas era morfológicamente distinta de la de las áreas de punto de no-lechosas del epiplón. Las células de la capa de superficie consistieron en macrófagos, linfocitos y células mesoteliales discontinuos, que fueron separados por espacios intercelulares o poros (Figura 1C). En las áreas de punto no lácteas, los huecos o poros intercelulares no se observaron (Figura 1D).
Inmunofluorescencia y HE de manchas lechosas epiplón
Todo el epiplón mayor de los ratones 615 fue confinado en sentido caudal por un estrecho tejido graso raya (Figura 2), a lo largo de la cual se observaron agregados celulares (verdes), conocido como manchas lechosas, (Figura 2B). capilares sanguíneos, arteriolas y vasos lymphocapillary se encontraron dentro de las áreas de punto lechosas (Figura 2C). Figura 2 Morfología de las manchas lechosas. (A-B) El epiplón mayor de los ratones 615 estaba bordeado por una estrecha franja de tejido graso (ampliación, 50X), a lo largo de la cual, se observaron agregados celulares, conocidas como manchas lechosas. (C) los capilares sanguíneos y arteriolas se encuentran dentro de las áreas mancha lechosa (magnificación de 200X).
Visualización de las células tumorales en el epiplón en los puntos de tiempo tempranos
MFC comenzó a adherirse a las manchas lechosas epiplón a las 4 horas después de la inyección. A las 12 horas después de la inyección, MFC se concentraron en particular en las manchas lechosas (figura 3A), mientras que no se encontraron células tumorales en las áreas de punto de no-lechosas del epiplón (Figura 3B). Figura 3 células de cáncer gástrico se adhieren a las áreas de punto de lechosas omental en diferentes puntos temporales. (A-B) Imagen de macrófagos lechosas punto (verde) y un gran número de Dil-MFC (rojo) se concentra en las zonas mancha lechosa 12 h después de la inyección intraperitoneal. (C-D) Después de 72 h, el número de DiI-MFC disminuyó en áreas de punto lechoso, mientras que la proliferación de células tumorales en las manchas lechosas y se observa la formación de micrometástasis. No se encontraron células tumorales esporádicos en las áreas de punto no lácteas de epiplón. (E-F) Dos semanas después de la inyección intraperitoneal, las áreas de punto lechosas fueron completamente ocupado por las que proliferan células de cáncer gástrico y se observó la célula de tipo cluster metástasis. La proliferación de grupos de células de cáncer no se observaron en las áreas de punto de no lácteos y las células de cáncer forman metástasis de células de tipo individuales. (Aumento, x 200).
Después de 72 horas, la proliferación de células tumorales y la formación de micrometástasis se observaron en las áreas de punto de lechosas (Figura 3C). En contraste, a las 72 horas después de la inyección, se encontraron células tumorales esporádicos en las áreas de punto de no lechoso, mientras que no hay grupos de células se detectaron (Figura 3D).
A las 2 semanas después de la inyección intraperitoneal, las áreas mancha lechosa eran completamente ocupada por los que proliferan células de cáncer gástrico y de células de tipo clúster metástasis se observaron (Figura 3E). Por el contrario, los grupos de células cancerosas en proliferación no se observaron en las áreas de punto de no lácteos y las células cancerosas forman un solo tipo de célula metástasis (Figura 3F). Expresión
CCR4 en las células de cáncer gástrico
El MFC expresan claramente CCR4 mRNA (Figura 4A). Expresión de proteínas de CCR4 También se examinó mediante transferencias Western (Figura 4B). MFC expresó proteína CCR4, que localiza en la superficie celular y /o en el citoplasma (Figura 4C). Figura 4 expresión de CCR4 en células de cáncer gástrico. MFC (A) expresaron claramente CCR4 ARNm. (B) Expresión de proteínas de CCR4 También se examinó mediante transferencias Western. (C) MFC expresó proteína CCR4 y su se localizó en la superficie celular y /o en el citoplasma de los MFC.
Los efectos de CCL22 en la proliferación y la invasión de MFC
Los efectos de CCL22 en la proliferación de MFC se evaluaron mediante un ensayo MTT. CCL22 aumentó significativamente la capacidad de proliferación en diferentes concentraciones (1-100 ng /ml) en comparación con el grupo de control (P < 0,05) (Figura 5A). Figura 5 Los efectos de CCL22 sobre la proliferación y la invasión de MFC. (A) CCL22 aumentó significativamente la capacidad de proliferación en diferentes concentraciones (1-100 ng /ml) en comparación con el grupo de control (P < 0,05). (BC) Concentración de CCL22 entre 10 a 100 ng /ml aumentó significativamente la migración de MFC, siendo la respuesta óptima de 10 ng /ml (P < 0,01).
Una concentración de CCL22 entre 10 a 100 ng /ml significativamente aumento de la migración de MFC, siendo la respuesta óptima de 10 ng /ml. (P < 0,05 en comparación con el medio solo) (Figura 5B-C)
CCL22 y expresión CCR4 en las micrometástasis mancha lechosa omental
en el manchas lechosas omental, se observó CCL22 principalmente en la superficie celular y, o en el citoplasma de las células constituyentes (Figura 6A). En los omental micrometástasis mancha lechosa 12 horas, 7 días y 14 días después de la inyección intraperitoneal, CCR4 se observó sobre o en las células de cáncer gástrico, células constitutivas de la mancha lechosa, células mesoteliales, células sanguíneas y células endoteliales de la sangre (Figura 5B-D ). Figura 6 CCL22 y expresión de CCR4 en las micrometástasis mancha lechosa epiplón. (A) En la sección de las manchas lechosas omental, CCL22 fue localizada principalmente en la superficie celular y o en el citoplasma de las células constituyentes. (B-D) En la sección de las micrometástasis mancha lechosa omental (12 h después de la inyección intraperitoneal), CCR4 fue localizado sobre o en las células de cáncer gástrico, células constituyentes de la mancha lechosa, células mesoteliales, células de la sangre y las células endoteliales de sangre. (C) Siete días después de la inyección intraperitoneal. (D) Catorce días después de la inyección intraperitoneal.
Discusión
La etiología de la metástasis peritoneal en cáncer gástrico que queda por esclarecer. La liberación de células libre de cáncer de una lesión en un tumor primario invade la serosa se considera que es el origen de la metástasis peritoneal [26]. Más de un siglo ha transcurrido desde Paget desarrolló la teoría de `semilla y el suelo" [27]. Se formuló la hipótesis de que ciertas células tumorales (semillas) colonizan selectivamente órganos distantes (suelo) con un entorno favorable que facilita la supervivencia de las células tumorales. En este estudio, se encontró que eran manchas lechosas epiplón microambientes agradables debido a sus propiedades físicas y químicas, de células de cáncer gástrico gratuitas peritoneales de migrar, sobrevivir, crecer y formar metástasis sólidos.
Microscopía electrónica de barrido reveló que la superficie de éstos manchas lechosas era morfológicamente distinta de la de las áreas de punto de no-lechosas del epiplón. Las células de la capa de superficie consistieron en macrófagos, linfocitos y células mesoteliales discontinuos y se separaron por muchos huecos intercelulares o poros. Los huecos intercelulares prominentes o poros causados ​​el tejido conectivo y células submesotelial a ser expuestos a la superficie peritoneal, que se propone para representar una ubicación preferencial para la adhesión de células tumorales.
Micrometástasis se clasifican actualmente en una sola célula y el cúmulo de células pequeñas tipos [28]. El presente estudio se encontró un tipo diferente de la metástasis de células tumorales en puntos blancos en comparación con las zonas especiales no lácteos. Dos semanas después de la inyección intraperitoneal, las áreas mancha lechosa estaban completamente ocupados por las células de cáncer gástrico en proliferación, y células de cáncer gástrico forman metástasis de células de tipo cluster. Sin embargo, no se observaron la proliferación de células cancerosas en los áreas de punto de no lácteos en la misma etapa, y las células de cáncer forman metástasis de células de tipo individuales. Este fenómeno puede explicarse por los muchos capilares sanguíneos y los vasos arteriales presentes en las áreas mancha lechosa epiplón, que proporcionan un suministro de sangre adecuado para el crecimiento de células de cáncer gástrico.
Algunos estudios han indicado que el proceso de crecimiento del tumor y la metástasis implica una variedad de célula-célula y las interacciones célula-matriz extracelular que están mediadas por moléculas de adhesión celular. Cada paso requiere moléculas de adhesión celular y receptores [29]. Las células mesoteliales que recubren manchas lechosas producen niveles más altos de moléculas de adhesión celular (es decir, molécula de adhesión intercelular-1) que en las zonas especiales no lácteas, contribuyendo así a mejorar la adherencia [11], [12]. El papel de las quimioquinas en células de cáncer gástrico infiltrante selectivamente en las manchas lechosas aún no ha sido identificado. manchas lechosas comprenden numerosos macrófagos que producen la quimiocina MDC /CCL22 [30]. CCL22 y su "CCR4 receptor están involucrados en una amplia gama de patologías. enfermedades inflamatorias mediada por células CCL22 es altamente expresado en las lesiones creadas por T [29]. se informó primero CCR4 que se expresa preferentemente por las células Th2, que están implicados en la inmunidad humoral y respuestas alérgicas [30]. CCL22 y CCR4 también juegan un papel importante en el crecimiento del cáncer y la metástasis [17] - [21], por lo que muchos antagonistas del receptor CCR4, así como un anticuerpo anti-CCR4 se están desarrollando en la industria farmacéutica [31], [32]. En este estudio, se encontró que los MFC expresaron claramente CCR4 ARNm. proteína CCR4 También se examinó mediante transferencias Western. CCR4 se expresa sobre o dentro de las células de cáncer gástrico en la sección de las micrometástasis epiplón mancha lechosa 12 horas, 7 días y 14 días después de la inyección intraperitoneal. CCL22 se expresa principalmente en la superficie celular y o en el citoplasma de los macrófagos. CCL22 aumentó significativamente la capacidad de proliferación de células de cáncer gástrico, y las concentraciones de CCL22 entre 10 a 100 ng /ml aumentó significativamente la migración de MFC. Los macrófagos en manchas lechosas omental no sólo tienen propiedades citotóxicas contra las células tumorales, sino que también producen CCL22, que ayuda a las células de cáncer gástrico sobrevivir y crecer en metástasis sólidas. El eje MDC /CCL22-CCR4 juega un papel importante en la infiltración de células de cáncer gástrico selectivamente en manchas lechosas epiplón y formar metástasis sólidos.
Conclusión
células de cáncer gástrico libres (semillas) localizar un microambiente que contiene propiedades físicas y químicas favorables dentro manchas lechosas en el que son capaces de sobrevivir y crecer, el establecimiento de metástasis de células de tipo cluster. El eje CCL22-CCR4 contribuye a esta infiltración selectiva.
La información de los autores
Yi Zhang y Cao Liang se enumeran como co-autores en primer lugar.
Declaraciones
Agradecimientos
Este proyecto fue apoyado por el Fundación nacional de Ciencias Naturales de China (Grant número: 81101633), la Fundación de Ciencias Naturales de la provincia de Liaoning (Grant número: 201 202 047), el proyecto de Ciencia y Tecnología de Dalian (Grant número: 2012E15SF142): perfil Autores "original expediente sometido a. imágenes
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Todos los autores declaran que no tienen intereses en competencia.

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