les profils des lésions précurseurs du cancer gastrique du nombre de copies d'ADN

profils du nombre de copies d'ADN de lésions précurseurs du cancer gastrique
Résumé de l'arrière-plan
chromosomiques instabilité (CIN) est le type le plus répandu de l'instabilité génomique dans les tumeurs gastriques, mais son rôle dans la transformation maligne de la muqueuse gastrique est encore obscure . Dans la présente étude, nous avons décidé d'étudier si deux catégories morphologiquement distinctes de lésions précurseurs du cancer gastrique, soit de type intestinal et adénomes pyloriques, procéderaient différents modèles de nombre de copies d'ADN changements, reflétant peut-être des voies génétiques distinctes de la cancérogenèse gastrique dans ces Résultats de deux types d'adénome.
l'utilisation d'un réseau 5K BAC plateforme CGH, nous avons montré que les aberrations les plus communes partagées par les 11 intestinal et de type 10 pyloriques adénomes étaient des gains de chromosomes 9 (29%), 11q ( 29%) et 20 (33%) et des pertes de chromosomes 13q (48%), 6 (48%) 5 (43%) et 10 (33%). Les aberrations les plus fréquentes dans de type intestinal adénome gastrique étaient gains sur 11q, 9q et 8, et les pertes sur les chromosomes 5q, 6, 10 et 13, alors que dans les adénomes gastriques glande pylorique ces étaient des gains sur le chromosome 20 et les pertes sur 5q et 6. Cependant, aucune différence significative n'a été observée entre les deux types d'adénome.
Conclusion
les résultats suggèrent que les gains sur les chromosomes 8, 9q, 11q et 20, et les pertes sur les chromosomes 5q, 6, 10 et 13, représentent probablement au début événements dans la carcinogenèse gastrique. Les entités phénotypiques, de type intestinal et adénomes de la glande pylorique, cependant, ne diffèrent pas de manière significative (P = 0,8) au niveau de l'ADN nombre de copies changements.
Contexte
Le cancer gastrique est la deuxième tumeur maligne la plus fréquente dans le monde et la pronostic de cette tumeur maligne reste très pauvre [1]. l'incidence du cancer et de mortalité gastriques diffèrent entre les différents pays de l'Union européenne [2]. Aux Pays-Bas, il occupe le cinquième rang en tant que cause de décès par cancer, avec environ 2200 nouveaux cas par an [3]. La chirurgie à visée curative est le traitement de choix dans les cas avancés de cancer de l'estomac, alors que la mucosectomie endoscopique locale peut être curative dans le cancer gastrique précoce. Détection et élimination des néoplasies gastriques dans un état précoce ou même précancéreuses contribueront à réduire la mortalité due au cancer gastrique. Pour atteindre cet objectif, de meilleurs tests pour la détection précoce du cancer gastrique sont nécessaires, et une meilleure compréhension de la biologie de la progression du cancer gastrique est crucial à cet égard.
Selon le modèle Correa, pathogenèse de type intestinal adénocarcinome gastrique suit une voie de la gastrite chronique active en raison de l'infection de Helicobacter pylori, conduisant à une atrophie de la muqueuse, la métaplasie intestinale suivie par la néoplasie intraépithéliale et adénocarcinome finalement invasive [4]. La caractérisation génétique des échantillons de tissus au stade de néoplasie intraépithéliale serait sensiblement contribuer à notre compréhension de la pathogenèse moléculaire du cancer gastrique. Cependant, ces lésions ne sont que rarement détectés, probablement en raison de la progression rapide à travers cette étape vers le cancer, et sont généralement présents que dans certaines parties de spécimens de biopsie, ce qui entrave l'analyse génomique de ces lésions. Analyse des lésions précurseurs de remplacement pourrait donc, au moins en partie, être un substitut. Développement du cancer gastrique par un stade de l'adénome, bien que moins fréquente, est tel itinéraire alternatif. Ces adénomes sont parfois détectés pendant gastroscopie et présent de grandes lésions qui montrent histologiquement néoplasie intra-épithéliale, ce qui les rend appropriés pour l'analyse génomique. adénomes gastriques ont un potentiel malin direct et représentent environ 20% de tous les polypes épithéliales [5, 6]. adénomes gastriques peuvent avoir un tube classique, tubulovilleux, ou la morphologie des villosités avec un type épithélium intestinal en prédominance, mais peuvent aussi apparaître comme adénomes de la glande pylorique [6]. adénomes de la glande pyloriques proviennent de glandes muqueuses profondes dans l'estomac et sont fortement positifs pour mucine 6 [7, 8]. Un nombre important des adénomes gastriques montrent déjà la progression à l'adénocarcinome. Le premier diagnostic environ 30-40% de tous les adénomes de la glande pylorique montrent déjà un foyer de carcinome [9, 10]. Pour de type intestinal adénomes ce nombre est plus faible et varie de 28,5% pour les adénomes villeux et 29,4% pour les adénomes de type tubulovilleux à seulement 5,4% dans les adénomes tubulaires [11]. Les deux adénocarcinomes, ex adénomes de type intestinal et ex adénomes de la glande pylorique, montrent des structures glandulaires, contrairement à cancer gastrique diffus de type.
Un élément clé dans la pathogenèse de la plupart des cancers gastriques, comme dans de nombreux autres cancers solides, est l'instabilité chromosomique , entraînant des gains et des pertes de pièces ou de chromosomes entiers, même [12]. Ces modifications chromosomiques peuvent être analysés par hybridation génomique comparative (CGH). Plusieurs études antérieures ont permis de détecter des altérations génétiques dans les adénomes gastriques en utilisant cette technique, étant gains sur le chromosome 7q, 8q, 13q, 20q, et les pertes sur le chromosome 4p, 5q, 9p 17p et 18q [13-16]. Bien que rare et seulement observée dans les adénomes avec haut grade néoplasie intraépithéliale, amplifications de haut niveau ont été détectés sur les chromosomes 7q, 8p, 13q, 17q et 20q [13-16]. Dans les adénocarcinomes gastriques, des aberrations chromosomiques systématiquement décrits sont des gains sur le chromosome 3q, 7p, 7q, 8q, 13q, 17q et 20q et les pertes sur le chromosome 4q, 5q, 6q, 9p, 17p et 18q. amplifications de haut niveau ont été détectés à plusieurs reprises sur 7q, 8p, 8q, 17q, 19q et 20q [14, 17-23]. Pourtant, des aberrations chromosomiques, ou le nombre de copies d'ADN change, ne sont pas uniformes dans le cancer gastrique [24]. Les sous-groupes avec différents modèles de nombre de copies d'ADN altérations peuvent être reconnus, qui ont été montrés pour être associés avec le résultat clinique ainsi [25].
Dans la présente étude, nous avons décidé d'étudier si deux catégories morphologiquement distinctes de cancer gastrique lésions précurseurs, soit de type intestinal et adénomes pyloriques, procéderaient différents modèles de nombre de copies d'ADN changements, reflétant peut-être des voies génétiques distinctes de la cancérogenèse gastrique dans les deux types d'adénome.
Résultats de nombre de copies d'ADN de changements ont été observés dans 10 des 11 adénomes de type intestinal et 9 sur 10 adénomes de la glande pylorique. Le nombre moyen d'événements chromosomiques, définis comme des gains et des pertes, par la tumeur était de 6,0 (intervalle 0-18), dont 2,9 (extrêmes 0-14) Gains et 3.0 (gamme 0-7) pertes. Dans adénomes de type intestinal, le nombre moyen d'événements chromosomiques par la tumeur était de 6,5 (intervalle 0-18), dont 3,4 (intervalle 0-14) gains et 3.1 (gamme 0-7) les pertes, et dans la glande pylorique adénomes la moyenne chiffres étaient 5,4 (gamme 0-9), 2.4 (gamme 0-7) et 3.0 (gamme 0-7) respectivement.
Dans les adénomes gastriques de type intestinal, les aberrations les plus fréquemment observés étaient des gains sur les chromosomes 8, 9q et 11q, et les pertes sur les chromosomes 5q, 6, 10 et 13. En quatre adénomes (36,4%), le gain du chromosome 11q23.3 a été observée avec une région commune de chevauchement de 2,6 Mb. Gain du chromosome 9q a été observée dans quatre adénomes (36,4%) avec une région commune 12,6 Mb de chevauchement situé sur le chromosome 9q33.1-q34.13. Le gain du chromosome 8 a été observée dans trois adénomes (31%), dont deux ont montré un gain adénomes du chromosome entier 8, et le troisième adénome a montré un gain de chromosome 8p-q22.3 avec un gain de 28,7 Mb supplémentaire sur le chromosome 8q24.11 -qter. En outre, les gains ont été observés sur les chromosomes 1, 3, 6p, 7, 11p, 12p, 13q, 16, 17, 19, 20 et 22q. Aucun des amplifications ont été observés dans les adénomes de type intestinal.
Deletions sur le chromosome 13 ont été observées dans les sept adénomes de type intestinal (64%). Parmi ceux-ci, cinq ont montré une 11,9 Mb délétion du chromosome 13q21.2-21.33 avec 7,7 Mb suppression supplémentaire sur le chromosome 13q31.1-31.3. Les deux autres adénomes ont montré une suppression de 16,6 Mb de 13q14.3-31. Une délétion sur le chromosome 6 a été observée dans six adénomes (55%), avec une zone de chevauchement de 68,9 Mb situés sur 6cen-Q22.1. Une délétion du chromosome 5q a été observée dans quatre adénomes (36%) avec une région de recouvrement commune situé sur le chromosome 5q22.1-Q23.2. De plus, une délétion du chromosome entier 10 a été observée dans les quatre adénomes (36%). Autres pertes observées dans les adénomes de type intestinal étaient situés sur les chromosomes 8q, 9p, 10, 12q, 20q et 21. Une vue d'ensemble de toutes les aberrations du nombre de copies d'ADN des adénomes de type intestinal est représenté dans le tableau 1.Table 1 Présentation de l'ADN nombre de copies change en 11 adénomes de type intestinal

aberrations chromosomiques

Débordement clones


pertes
taille
segment de Tumour ID
gains (Mb)

Start de
End
1
1p-p36.11
26,68
RP11-465B22
RP1-159A19
5q13.2-q23 .2
55.26
RP11-115I6
CTB-1054G2
6p21.33-p21.1
13,78
RP11-346K8
RP11-227E22
6p21.1 -q16.1
52.05
RP11-89I17
RP3-393D12
9q33.1-34.2
17,32
RP11-27I1
RP11-417A4
11q23.3
4,80
RP11-4N9
RP11-730K11
13q21.1-q31.3
39.63
RP11-200F15
RP11-62D23 2
1p -1p33
46.90
RP11-465B22
RP11-330M19
6p21.33-p21.1
14.12
RP11-346K8
RP11-121G20
6p21.1 -q16.2
54,91
RP11-554O14
RP11-79G15
8p-q22.3
105.67
GS1-77L23
RP11-200A13
8q24.11 -qter
28.65
RP11-278L8
RP5-1056B24
9q33.1-q34.2 13,63
RP11-85O21
RP11-417A4
11p11.2
-q13.5
31.69
RP11-58K22
RP11-30J7
11q23.3
2,62
RP11-4N9
RP11-62A14
12q13.11-q14 .1
10,57
RP11-493L12
RP11-571M6
13q21.1-q21.33
18,24
RP11-200F15
RP11-335N6
13q31.1 -q31.3
12,49
RP11-533P8
RP11-62D23
16p13.3-q21
57.26
RP11-243K18
RP11-405F3
16q21-q22 .1
5,97
RP11-105C20
RP11-298C15
16q22.1-q24.3
22.46
RP11-63M22
CTC-240G10
17
81.24
GS1-68F18
RP11-567O16
19
61.01
CTB-1031C16
GS1-1129C9
20q11.21-q11.23
5,09
RP3-324O17
RP5-977B1
20q13.12-qter
19,60
RP1-138B7
CTB81F12 3
-
- 4
6p21.1
3,32
RP11-79J5
RP11-121G20
6p12.3-Q22.1
76,38
RP11-79G12
RP11-59D10
7
156,89
RP11-510K8
CTB-3K23 de 8q22.3-Q23.3
9,69
RP11-142M8
RP11-261F23
9q33.1-q34 .13
12,58
RP11-55P21
RP11-83N9
11q23.3
3,04
RP11-4N9
RP11-8K10
13q21.2-q21.33
17.05
RP11-240M20
RP11-77P3
13q31.1-q31.3
11,68
RP11-400M8
RP11-100A3
16q23.2-q24 .3
8,92
RP11-303E16
RP4-597G12
20p-q13.2 53.40
CTB-106I1
RP5-1162C3
20q13.31-qter

8,06
RP5-1167H4
CTB-81F12
22q
33,72
XX-P8708
CTB-99K24
5
12q24.31-qter
11.75
RP11-322N7
RP11-1K22
6 3
193,37
RP11-299N3
RP11-279P10
6cen-q24.1
88.49
RP11-91E17
RP11-86O4
7
156.09
RP11-510K8
RP11-518I12 8
144,26
RP11-91J19
RP5 -1118A7
13q21.1-q21.33
11,86
RP11-640E11
RP11-452P23
13q31.1-q31.3
9,62
RP11-400M8
RP11-306O1
20q13.2-q13.31
1,41
RP11-212M6
RP4-586J11
7
5q21.1-qter
80.52
CTC -1564E20
RP11-281O15
10
132.19
RP11-29A19
RP11-45A17
13q21.33-31.1
8,76
RP11-209P2
RP11 -470M1 8
5q22.1-Q23.2
13,28
RP11-276O18
RP11-14L4
6p12.3-Q22.1
74,37
RP11 -89l17
RP11-149M1
9p21.1-pter
31.18
RP11-147I11
RP11-12K1
10
133,18
RP11-10D13
RP11 -45A17
13q14.3-q31.3
39,71
RP11-211J11
RP11-306O1
17
77.65
GS1-68F18
RP11-398J5
19
63,31
CTC-546C11
CTD-3138B18
20
60,87
RP4-686C3
RP4-591C20
22q
31,25
XX -bac32
CTA-722E9
9
33.06
RP11-302L17
RP11-14L4
6p22.2-q22.3 de 5q14.3-Q23.2
8,44
RP11-91n3
RP11-88h24
6p12.1-q24.1
88.89
RP11-7h16
RP11-368P1 8
145,95
GS1-77L23
CTC-489D14
9q33.1-qter
13,60
RP11-91G7
GS1-135I17
10
133,18
RP11-10D13
RP11-45A17
11q23.3
3.16
RP11-4N9
RP11-215D10
13q14.3-qter
58.59
RP11-240M20
RP11-480K16
20q13.2-q13.31
1,96
RP11-55E1
RP5-832E24
21cen-q21.3
17,39
RP11-193B6
RP11-41N19
10
8q22.3-Q23.3
12,93
RP11-142M8
RP11-143P23
10
134,52
RP11-10D13
RP11-122K13
13q21.1-q21.33
18.03
RP11-322F18
RP11-335N6
13q31.1-q31.3
8.99
RP11-533P8
RP11 -505P2
11
-
- L'aberration la plus fréquente observée dans les adénomes des glandes pyloriques ont été les gains sur le chromosome 20 et les pertes sur les chromosomes 5q et 6. Les gains sur le chromosome 20 ont été observés dans quatre adénomes (40 %). Trois adénomes montrent un gain de 9,8 Mb du chromosome 20q13.12-q13.33, et le gain du chromosome entier 20 a été observée dans l'autre adénome. En outre, les gains ont été observés sur les chromosomes 1, 3q, 5q, 7, 9q, 11q, 12q, 13q, 15q, 17 et 22q. Une glande pylorique adénome a montré amplifications, situé sur 12q13.2-q21.1 et 20q13.3-q13.33.
Cinq adénomes pyloriques glande (50%) ont montré que la perte du chromosome 5q, dont deux avaient perdu un chromosome entier bras, tandis que deux adénomes a montré 22,4 Mb suppression de 5q11.2-q13.3 et un adénome une suppression 40,3 Mb de 5q21.1-q31.2. La perte du chromosome 6 a été observée dans les quatre adénomes des glandes pyloriques (40%), dont trois ont montré une perte complète de 6q et une adénome ont montré une suppression de 51,2 Mb 6p21.1-q16.3. D'autres pertes chromosomiques ont été observés sur les chromosomes 1p, 2q, 4, 9p, 10, 12q 13q, 14q, 16, 18q, 20q et 21. Un aperçu du nombre de copies d'ADN aberrations des adénomes de la glande pylorique est indiquée dans le tableau 2.Table 2 Vue d'ensemble du nombre de copies d'ADN change dans 10 adénomes de la glande pylorique

aberrations chromosomiques

clones flanquement


pertes de Tumour ID
gains
taille de segment (Mb )

Start
Fin
12
1q21.3-Q23.3
9,95
RP11-98D18
RP11-5K23
1q42.13-q43
14.07
RP11-375H24
RP11-80B9
3q
111.59
RP11-312H1
RP11-23M2
5q35.1-q35 .3
9.11
RP11-20O22
RP11-451H23
6q
115,76
RP11-524H19
RP5-1086L22
7
156.09
RP11 -510K8
RP11-518I12
17
77.48
RP11-4F24
RP11-313F15
20
63.47
CTB-106I1
CTB-81F12
13
-
- 14 4
191.13
CTC-963K6
RP11-45F23
5q
128,59
CTD-2276O24
RP11-281O15
14q
83.81
RP11-98N22
RP11-73M18
16
89.71
RP11-344L6
RP4-597G12
20q13.2 -q13.33
10,84
RP4-724E16
CTB-81F12
15
9q33.2-q34.3
16,81
RP11-57K1
RP11-83N9
11q23.2-q24.3
16.04
RP11-635F12
RP11-567M21
12q14.3-q15
2,58
RP11-30I11
RP11-444B24
20q13.31-q13.33
6,86
RP5-1153D9
RP5-963E22
22q
32,53
XX-p8708
CTA-722E9
16
9q33.3-qter
13,57
RP11-85C21
GS1-135I17
10p12.1-qter
110.28
RP11-379L21
RP11-45A17
11q23.1-q24.3
17,72
RP11-107P10
RP11-567M21
13q31.1-q32.1
10,84
RP11-661D17
RP11-40H10
20q13.2-q13.31
1,96
RP11-55E1
RP4-586J11
17
1p34.3-pter
35,59
RP1-37J18
RP11-204L3
1p33-qter
203,62
RP4-739H11
RP11-551G24
2q31.1-qter
66.00
RP11-205B19
RP11-556H17 40.27
CTD-2068C11
RP11-515C16
5q31.3-qter
5q21.1-q31.2
39.06
CTD-2323H12
RP11-451H23
6q
113.61
RP11-89D6
CTB-57H24
10
134,52
RP11-10D13
RP11-122K13
13q31.1-qter
36.14
RP11-388E20
RP11-245B11
20q13.2-qter
11,24
RP11-15M15
RP5-1022E24
18
5q11.2-q21 .2
51,24 51,24
RP11-7H16
RP11-438N24
9pter-q13
CTC-1329H14
RP1-66P19
6p12.1-q16.3
66,82
GS1-41L13
RP11-265B8
10
133.04
RP11-10D13
RP11-45A17
13q21.1-q21.33
18.39
RP11-240M20
RP11-335N6
13q31.1-q31.3
12.45
RP11-551D9
RP11-100A3
21cen-q21.3
17.39
RP11-193B6
RP11-41N19
19
1p32.3-p21.1
50.40
RP11-117D22
RP5-1108M17
5q11.2-q13 .3
24,64
RP4-592P18
CTD-2200O3
13q12.11-q14.3
31.58
RP11-187L3
RP11-327P2
15q12-q26 .3
77.21
RP11-131I21
CTB-154P1
18q21.1-q23
31,31
RP11-46D1
RP11-154H12
22q13.2-qter
10.02
CTA-229A8
CTA-799F10
20
9p-q13
66,57
GS1-41L13
RP11-274B18
12q13.2-q21 .1 (amplification)
19,50
RP11-548L8
RP11-255I14
12q21.2-qter
55.56
RP11-25J3
RP11-1K22
18q21. 31-q23
23,28
RP11-383D22
CTC-964M9
20q13.13-q13.33 (amplification)
14,62
RP5-1041C10
RP5-1022E24
21
5p
43.15
CTD-2265D9
RP11-28I9
5q
130.26
RP11-269M20
RP11-451H23
6p
62.57
CTB-62I11
RP11-506N21
6q
106.73
RP11-767J14
RP5-1086L22
Les aberrations les plus communes partagées par les type intestinal et pyloriques adénomes étaient le gain du chromosome 9q (29%), 11q (29%) et 20q (33%) et une perte du chromosome 5 (43%), 6 (48%), 10 (33%) et 13q (48%). En comparant type intestinal et adénomes pyloriques, CGH multiarray a révélé huit clones significativement différentes, dont six étaient situés sur le chromosome 6q14-q21 (p = 0,02 à 0,05) et deux clones sur le chromosome 9p22-p23 (p = 0,02 et 0,04, respectivement) (figure 1). Aucun des gènes situés dans les régions couvertes par ces clones ont été connus pour être impliqués dans le cancer liés à des processus biologiques. Pourtant, CGH multiarray Région, après correction pour la multiplicité, a donné un taux de fausse découverte (FDR) de 1 pour toutes ces régions, ce qui indique aucune différence significative entre les deux types d'adénomes différents au niveau chromosomique. Unsupervised analyse de classification hiérarchique a abouti à 2 clusters. Aucune association significative n'a été trouvée ici (p = 0,8). Figure 1: Comparaison de l'ADN du nombre de copies des modifications dans les adénomes gastriques de type glande intestinale et pyloriques. Une valeur de p (axe Y) a été calculé pour chaque clone, basé sur un test de Wilcoxon avec des liens, et tracée afin chromosomique du chromosome 1 à 22 (axe X). Huit clones ont atteint le niveau de signification (p < 0,05)., Mais n'a pas réussi à maintenir un taux de fausse découverte très faible après correction pour comparaison multiple de la discussion
Étant donné le phénotype hétérogène de cancer gastrique, la présente étude vise principalement pour comparer les changements du nombre de copies entre adénomes de type intestinal et des adénomes des glandes pyloriques, afin de trouver des pistes vers des voies génétiques impliquées dans la pathogenèse du cancer gastrique. Adénome-carcinome à progression est observée chez 30 à 40% des adénomes pyloriques et environ 5 à 30% des adénomes de type intestinal (variant d'environ 5% dans les adénomes tubulaires à près de 30% pour l'adénome villeux et tubulo) [9-11], indiquant que le potentiel de malignité directe de ces deux types d'adénome et de faire gastrique adénomes un modèle approprié pour détecter les événements précoces de la cancérogenèse gastrique.
pyloriques adénomes constituent une entité récemment reconnu [8, 26]. Au meilleur de notre connaissance, ce type d'adénomes n'a jamais été analysé par CGH array avant. Le nombre moyen d'événements dans ce type d'adénome était de 5,4 (0-9), avec 2,4 (0-7) gains et 3 (0-7) pertes. Ceci est comparable avec le nombre moyen d'aberrations dans les adénomes de type intestinal (6,5 (0-18) 3,4 (0-14) et 3,1 (0-7), respectivement). Dans adénomes de la glande pylorique, des événements fréquents étaient le gain sur le chromosome 20 et les pertes sur les chromosomes 5q et 6, alors que les adénomes de type intestinal principalement montré un gain sur les chromosomes 8, 9q et 11q, et les pertes sur les chromosomes 5q, 6, 10 et 13. En la présente étude, le gain du chromosome 7 était moins fréquent que précédemment trouvé [16]. Bien que ces régions souvent modifiées diffèrent entre les deux types d'adénomes, classification hiérarchique des analyses ne sépare pas les groupes. En outre, la région multiarray CGH n'a révélé aucune différence significative après correction pour les comparaisons multiples. Cette absence de différences statistiquement significatives pourraient être dues à la taille limitée de l'échantillon combiné avec le fait que, en général, les adénomes montrent peu d'aberrations chromosomiques. D'autre part, il pourrait être tout simplement que ces morphologiquement différentes entités ne diffèrent pas en termes de gains et pertes chromosomiques. Les Aberrations de trouver aucune différence significative au niveau chromosomique ne fait pas obstacle à d'autres différences génétiques et biologiques tels que la mutation ou la méthylation du promoteur état de gènes spécifiques. déjà détectés dans les adénomes peuvent être des événements précoces dans le processus par étapes des changements d'accumulation qui peut provoquer la progression de l'adénome, le carcinome. Comme on s'y attendait, le nombre moyen d'événements chromosomiques était plus faible dans les adénomes par rapport aux carcinomes [13, 14, 27]. En outre, les amplifications de haut niveau sont rares dans les adénomes, alors que les carcinomes montrent souvent amplifications de haut niveau [13, 16].
Les aberrations trouvées dans les deux-type intestinal et des adénomes des glandes pyloriques, tels que les pertes sur le chromosome 5q, sont aussi fréquemment détectés dans les cancers gastriques [15, 19, 28]. Résultats précédents CGH ont montré un nombre significativement plus élevé de pertes chromosome 5q dans de type intestinal cancer par rapport à diffuser le type carcinome [29]. Chromosome 6, a également perdu dans les deux types d'adénomes, fréquemment est supprimé dans les carcinomes gastriques tel que déterminé par des études LOH [30, 31]. En outre, le chromosome 6q suppression a été signalé à participer à un stade précoce de la carcinogenèse gastrique, car les suppressions de chromosome 6q sont fréquemment détectés dans le cancer gastrique précoce et aussi dans la métaplasie intestinale [31, 32]. Les pertes de chromosomes 10 et 13 ont été précédemment observé dans les adénomes à des fréquences plus basses. Dans les carcinomes gastriques, les gains et les pertes de chromosome 10 et 13 ont été observés par des études antérieures CGH [15, 19, 21, 33]. Chromosome 10 ports de l'oncogène FGFR2
(10q26) et suppresseur de tumeur PTEN gènes /MMAC1
(10q23) et (10q25-q26) de DMBT1, tous deux impliqués dans la carcinogenèse, ce qui pourrait expliquer l'observation des deux gains et pertes de chromosomes 10 dans les carcinomes gastriques [34-36]. En effet le chromosome 13 ports gènes suppresseurs de tumeur tels que BRCA2
(13q12.3) et le gène de rétinoblastome (RB1
) (13q14). En revanche, le gain du chromosome 13q a été corrélée à la progression de l'adénome colorectal à un carcinome, et l'amplification du chromosome 13 a été observée dans les adénomes gastriques sévères avec des néoplasies intraépithéliales [14, 37]. Le rôle précis du chromosome 13 aberration dans le cancer gastrique reste donc à résoudre.
Nombre de copies plus fréquentes gains ont été observés sur les chromosomes 8, 9q, 11q et 20. Surtout gains de chromosomes 8 et 20 sont compatibles avec les précédents (tableau) études CGH dans les deux adénomes gastriques et des carcinomes gastriques [13-16, 19, 25], impliquant ce que les événements précoces de la tumorigenèse. Bien que le gain du chromosome 11q n'a pas été décrite comme un événement fréquent dans les adénomes, dans le gain de carcinomes ou d'amplification sur le chromosome 11q est commun [13-16]. Dans le gain de l'étude actuelle du chromosome 11q a été fréquemment observée dans les adénomes, ce qui implique le potentiel malin de ces adénomes.
Conclusion
Ces données indiquent que les gains sur les chromosomes 8, 9q, 11q et 20 et des pertes sur les chromosomes 5q, 6, 10 et 13 sont des événements précoces de la cancérogenèse gastrique. Malgré les différences phénotypiques, de type intestinal et de la glande pylorique adénome ne diffèrent pas de manière significative au niveau du nombre de copies modifications de l'ADN.
Méthodes
Matériel de Vingt et un des adénomes gastriques paraffine, 11 intestinale de type et 10 adénomes de la glande pylorique, ont été inclus dans cette étude (figure 2A et 2B). les données de la tumeur et du patient sont présentés dans le tableau 3. Dans chaque cas, une zone de tumeur, comprenant au moins 70% des cellules tumorales a été délimitée sur une pm hématoxyline et éosine 4 section de tissu taché. 10-15 coupes de tissus adjacents série de 10 um ont été colorées avec de l'hématoxyline et de la zone correspondante de la tumeur a été microdisséquées à l'aide d'une lame chirurgicale. Une dernière section de 4 pm "sandwich" a été faite et coloré avec hématoxyline et éosine, à comparer avec la première diapositive comme témoin. Après déparaffinage, l'ADN a été extrait par une méthode basée sur colonne (kit QIAamp DNA Mini; Qiagen, Westburg, Leusden, NL) [38] .Table 3 Tumour et information du patient

type adénome de Tumour ID
grade de dysplasie
Sexe


type adénome
Age
tumeur ID
grade de dysplasie
Sexe
âge
1
Intestinal
Modéré
75
12
glande pylorique de Male
Modéré
Modéré
78 2
Intestinal Masculin Homme
45
13
glande pylore Mild
50 3
Intestinal
Homme
Modéré
Homme
80
14 glande
pylore
sévère
Modéré
Homme
79
15
glande pylorique de 76 4
Intestinal de Femme
Modéré 85
5
Intestinal
Femme
Modéré
76
16
pylore glande de Male
Modéré
Homme
63
6
Intestinal
Modéré
Homme
75
17
glande pylore
Mild 86
7
Intestinal Féminin

Mild Homme
57
18
glande pylore
Modéré
Modéré
Homme
59 8
Intestinal Féminin 64
19
glande pylore
Modéré
Mild
69
9
Intestinal Masculin 63
20
pylore Masculin glande
Modéré
Mild
78
10
Intestinal Féminin 75
21
glande pylore Masculin
Modéré
Homme

11
intestinal
Modéré
45
Figure 2 Haematoxilin Féminin et éosine (grossissement initial x 400) de l'intestin de type (A) et de la glande pylore ( B) adénomes gastriques. A. Intestinal type adénome de l'estomac composé de glandes irrégulièrement disposées composés de type épithélium intestinal avec cytoplasme éosinophile et des noyaux agrandis. B. pylore adénome glande de l'estomac composé de denses dos à dos les presse-étoupes constitué de cellules avec un cytoplasme pâle et de petits noyaux de hyperchromatiques rondes.
ADN génomique obtenu à partir de sang périphérique de dix individus normaux ont été rassemblées (soit dix femelles ou dix hommes , en fonction du sexe du patient à partir de laquelle on a obtenu l'adénome) et utilisé comme ADN de référence de commande.
CGH array
CGH array a été effectuée essentiellement comme décrit précédemment [39]. En bref, 300 ng ADN de tumeur et de référence, le sexe-mismatch comme contrôle expérimental, ont été marquées par amorçage aléatoire (Bioprime système DNA Labelling, Invitrogen, Breda, NL), chacun dans un volume de 50 pi. nucléotides non incorporés ont été éliminés en utilisant ProbeQuant G-50 microcolonnes (Amersham Biosciences). Cy3 marqué l'ADN génomique à tester et Cy5 l'ADN marqué de référence ont été combinées et le co-précipité avec 100 pg de l'homme Cot-1 ADN (Invitrogen, Breda NL) en ajoutant 0,1 volume d'acétate de sodium 3 M (pH 5,2) et 2,5 volumes de glace éthanol froid à 100%. Le précipité a été recueilli par centrifugation à 14 000 tpm pendant 30 minutes à 4 ° C et on le dissout dans un mélange d'hybridation contenant 130 pi de formamide à 50%, 2 x SCC et 4% de SDS. La solution d'hybridation a été chauffé pendant 10 minutes à 73 ° C pour dénaturer l'ADN, suivie 60-120 minutes d'incubation à 37 ° C pour permettre l'ADN Cot-1 pour bloquer les séquences répétitives. Le mélange a été hybridée sur un tableau contenant environ 5000 clones repérés en triple et répartis sur tout le génome avec une résolution moyenne de 1,0 Mb. Les clones sont constitués du clone Sanger BAC fixé avec une résolution moyenne le long de la totalité du génome de 1,0 Mb [40], le OncoBac set [41], et les clones d'intérêt, obtenus à partir de l'Hôpital Institut de recherche Oakland pour enfants (CHORI) sélectionné. Les clones sélectionnés comprennent une collection de clones BAC sur le chromosome 6 combler les lacunes de plus de 1 Mb, et contigs couverture complète sur des régions spécifiques sur les chromosomes 8, 13 et 20. L'hybridation a été effectuée dans une dans une station d'hybridation (Hybstation12 - Perkin Elmer Sciences de la vie, Zaventem, BE) et incubées pendant 38 h à 37 ° C. Après hybridation, les lames ont été lavées dans une solution contenant du formamide à 50%, 2 x SCC, à pH 7 pendant 3 minutes à 45 ° C, puis 1 minute étapes de lavage à température ambiante avec un tampon PN (PN: 0,1 M phosphate de sodium, 0,1% de Nonidet P40, pH 8), 0,2 x SSC, 0,1 x SCC et 0,01 × SCC. acquisition et des données
analyse d'images
Images des tableaux ont été acquis par balayage (Agilent technologies Scanners- Agilent DNA microarray, Palo Alto, États-Unis ) et la quantification du signal et l'intensité de base pour chaque spot pour les deux canaux Cy3 et Cy5 a été réalisée par Imagene logiciel 5.6 (Biodiscovery Ltd, Marina del Rey, CA, USA). arrière-plan local a été soustrait du signal d'intensité et de tumeurs pour référencer les valeurs médianes ont été calculées. Les rapports ont été normalisés par rapport au mode des rapports de tous les autosomes. Clones de mauvaise qualité de l'un des trois exemplaires et l'hybridation avec un écart-type (SD) ≤ 0,22 et clones > 50% des valeurs dans tous les adénomes manquantes ont été exclus, laissant 4648 clones pour une analyse plus approfondie. Toutes les analyses ultérieures ont été effectuées compte tenu de la position de clone du gel UCSC May2004 du Golden Path humain.
CGH array lisse [42, 43], a été utilisé pour la détection automatique des points d'arrêt pour déterminer copie gains et pertes numériques. Etant donné que la variation de qualité est observée dans l'ADN obtenu à partir de tissus gastriques paraffine fixés au formol, les différents paramètres de lissage ont été appliqués, en fonction de la qualité de l'hybridation. Pour CGH array profils avec un écart-type inférieur ou égal à 0,15, entre 0,15 et 0,20 ou entre 0,20 et 0,22, l'application de lissage des paramètres pour déterminer les gains et les pertes étaient de 0,10, 0,15 et 0,20 respectivement. Connexion 2 tumeur à la référence ci-dessus rapport 1 a été considéré comme l'amplification.
Analyse statistique
Unsupervised analyse de classification hiérarchique a été réalisée pour analyser les distributions des profils génomiques de tous les adénomes en utilisant le logiciel TMEV 3.0.3 [44] . Sur la base normalisée journal lissée 2 tumeur à des rapports d'intensité de fluorescence normale, un arbre hiérarchique a été construit en utilisant les paramètres de liaison complète et la distance euclidienne. Pearson test du chi carré a été utilisé pour l'analyse des corrélations entre l'appartenance à un groupe et le type adénome (SPSS 11.5.0 pour Windows, SPSS Inc, Chicago, IL, USA).

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