PLoS ONE: hmyzožravé Netopiere Digest chitínu v žalúdku Použitie kyslá cicavčie chitinázy

Abstraktné

gastrointestinálneho traktu zvierat je prispôsobený ich primárny zdroj potravy pre optimalizáciu využitia zdrojov a energetický príjem. Mierne druhov netopierov živia hlavne na článkonožcov. Tie obsahujú energeticky bohatých sacharidov chitínu, ktorý je nestráviteľná pre endogénnych enzýmov typického cicavčieho gastrointestinálneho traktu. Avšak, gastrointestinálneho traktu druhov netopierov by mala byť prispôsobená ich strave a musí byť schopný stráviť chitín. Predpokladali sme, že (i) európskych druhov netopierov vespertilionid mať tráviacich enzýmov chitinázy a že (ii) chitinolytických aktivita sa nachádza v črevách, ako sa zistilo na severoamerických druhov netopierov. Gastrointestinálny trakt siedmich druhov netopierov ( Pipistrellus pipistrellus
Plecotus auritus
Myotis bechsteinii
Myotis nattereri
, Myotis myotis, stroje a Nyctalus leisleri
) boli testované na aktivitu chitinolytických difúziou testu. Gastrointestinálny trakt s. pipistrellus
P. auritus
M. nattereri
M. myotis, stroje a N. leisleri
boli skúmané na kyslé chitinasy cicavcov analýzou western blot. Tkanivové rezy z gastrointestinálneho traktu s. pipistrellus
boli imunohistochemicky analyzované lokalizovať kyslé cicavčie chitinázy. Chitinolytických aktivita bola detekovaná v žalúdkoch všetkých druhov netopierov. Western blot analýza potvrdila kyslé cicavcov chitinázy v žalúdočných vzoriek. Imunohistochémia na P. pipistrellus
gastrointestinálneho traktu je uvedené, že kyslé chitinasy cicavcov sa nachádza v žalúdku hlavnými bunkami na báze žalúdočných žliaz. Na záver európske druhy netopierov vespertilionid majú kyslé cicavcov chitinázy, ktorý je produkovaný v žalúdočných žliaz žalúdku. Preto gastrointestinálny trakt hmyzožravé druhy netopierov sa vyvinula enzymatickou adaptáciu na ich strave

Citácia :. Strobel S, A, Roswag Becker NI, Trenczek TE, Encarnação JA (2013) hmyzožravé Netopiere Digest chitínu v žalúdku Použitie kyslé cicavcov chitinasa. PLoS ONE 8 (9): e72770. doi: 10,1371 /journal.pone.0072770

Editor: François Blachier, National Institute of poľnohospodársky výskum, Francúzsko

prijatá: 26. marca 2013; Prijaté: 12.07.2013; Uverejnené: 03.09.2013

Copyright: © 2013 Strobel et al. Toto je článok o otvorený prístup distribuovaný pod podmienkami Creative Commons Attribution licencie, ktorá umožňuje neobmedzené použitie, distribúciu a reprodukciu v nejakom médiu, za predpokladu, že pôvodný autor a zdroj sú pripísané

Financovanie :. Autori nemajú žiadnu podporu ani finančné prostriedky hlásiť

Konflikt záujmov: .. autori vyhlásili, že žiadne konkurenčné záujmy neexistujú

Úvod

Zvieratá musia prehltnúť a trávenie potravy, aby zabezpečili nepretržité fungovanie svoje vnútorné metabolizmu zakrytím, napríklad, ich energia, bielkovín a vitamínov požiadavky [1]. Spôsob viacstupňové štiepenie zahŕňa mechanické, chemické a enzymatické kroky pre konverziu živín, [2]. Druhov netopierov majú vysokú hmotnostnú špecifickú dopyt po energii, pretože ich malej veľkosti a schopnosť aktívne lietať [3], [4]. V lietajúcim živočíchom, potraviny musia byť spracované rýchlo znížiť spotrebu energie v dôsledku zvýšenej letovej hmotnosti [2]. Európske druhy netopierov majú strava sa skladá prevažne z článkonožcov [5]. Majú krátke retenčné časy [6], ale s vysokou tráviacej účinnosť [7]. To naznačuje, že ich gastrointestinálne (GI) traktu je veľmi prispôsobený ich strave, pretože trávia článkonožcov, rýchlo a dôkladne. Z tohto dôvodu by bolo možné tvrdiť, že európske druhy netopierov sú závislé na článkonožcov špecifické tráviacich enzýmov. Vzhľadom k tomu, článkonožcov pozostávajú z až 75% chitínu (obsah energie 21,2 kJ /g, [8]), je vysoko pravdepodobné, že netopierov druhy sú schopné stráviť chitínový materiálu, ako bolo preukázané v iných stavovcov, ako je jašterica zelená ( Lacerta viridis
), spoločný kos ( Turdus merula
) a líška ( vulpes vulpes
) [9], [10].

Chitín môže byť degradovaný chitinas (ES 3.2.1.14) a niektoré lyzozýmu (ES 3.2.1.17) [11], [12]. U cicavcov, boli identifikované iba dve chitinasy: chitotriosidázu a kyslé chitinasy cicavcov (AMCase) [13], z ktorých oba sú klasifikované ako endochitinases [14]. Chitotriosidázu sa vylučuje prevažne fagocyty a pôsobí proti patogénom chitínu obsahujúce [15]. AMCase doteraz len bol identifikovaný u myší (Mus musculus), makakov (Macaca fascicularis) a ľudí [16], [17]. To je vysoko exprimovaný v žalúdku a pľúc, čo naznačuje dvojaký tráviaci a imunitný funkcie [16], [17]. Chitinolytických aktivita môže tiež pochádzať z endogénnych enzýmov, prehltnuté potravy, prítomné v gastrointestinálnom trakte, alebo enzýmy produkované mikroorganizmami [18], [19].

chitinolytických činnosť v GI trakte bol nájdený v niekoľkých hmyzožravé druhov netopierov [8], [9]. Avšak, neexistuje žiadne povedomie o zodpovedajúcim enzýmom. Jeuniaux [9] overená chitinolytických aktivitu v GI trakte Rhinolophus ferrumequinum
, európsky druh netopierov z čeľade Rhinolophidae. Whitaker et al. [8] preukázal chitinolytických aktivitu v GI trakte severoamerických vespertilionid druhov netopierov z rodu Myotis
Eptesicus
Nycticeius
Lasiurus
Pipistrellus stroje a Lasionycteris
. Že izolovaných baktérií kmeňov produkujúcich chitinasy z čreva ako zdroja pre chitinolytických činnosti. Na rozdiel od toho Jeuniaux [9] našiel dôkaz chitinolytických aktivity v žalúdočnej sliznici žalúdka Rhinolophus ferrumequinum
k tomu, že črevo nepreukázali žiadnu chitinolytických aktivitu. Avšak, Buchholz, Wells & Conaway [20] nezistil žiadnu chitinázy v hmyzožravé druhov netopierov Pipistrellus subflavus stroje a Myotis grisescens
. Okrem chitinas niektoré lyzozýmu sú schopní rozpustiť chitín [11] [12]. Napríklad, Phillips, Weiss & Tandler [21] zistilo lyzozýmu v slinných žľazách hmyzožravé druhov netopierov a špekuluje, že by mohla pôsobiť ako chitinolytických enzýmu v slinách. Avšak, lyzozýmu sú najmä anti-bakteriálne a sú významnou súčasťou imunitného systému [22], alebo pre trávenie prežúvavcov baktérií v [12].

predpokladať, že (i) európskych hmyzožravé netopierie druhy rodu Vespertilionidae majú chitinolytických aktivitu gastrointestinálneho traktu, ako bolo preukázané pre severoamerický druh hmyzožravé netopierov [8] a jedného európskych druhov netopierov z čeľade Rhinolophidae [9] a (ii) chitinolytických aktivita sa nachádza v črevách, ako tomu bolo uvedené v severoamerických druhov [8]. V tejto štúdii sme sa nachádza chitinolytických aktivitu a identifikované zodpovedajúce enzým ako AMCase pomocou enzýmu testu chémiou a imunohistochémia.
Používa

materiáloch a metódach

Ethics vyhlásenie

Všetci jedinci v tejto štúdii zomrelo pri dobrovoľných rehabilitačných centier pre netopiere. Tie boli dodané dobrovoľníci bez akejkoľvek náhrady. Podľa nemeckého zákona o starostlivosti o zvieratá (TschG §4 (3)) a federálneho zákona o ochrane prírody (BNatSchG § 45 (4)) no je potrebné povolenie na prácu na tiel. Žalúdok myš bola pozostatkom štúdie Ústavu anatómie a bunkovej biológie na Justus-Liebig-University of Giessen, ktorý bol schválený Regionálne rady (č V54-19C20 /15C Giessen 20/23 400AZ). Žiadne zviera bolo zabitých na účely tejto štúdie.

pre uloženie tkaniva

Mŕtve telá boli okamžite uložené po smrti pri -20 ° C. Netopiere boli dodané na ľade tj. Zmrazené na univerzite v Giessene. Tieto zdochliny boli skladované po dobu maximálne šiestich mesiacov pri -80 ° C do prípravy tkaniva. Makro- a mikroskopické pozorovanie overili veľmi dobrú ochranu orgánov a buniek, ktorá robila enzymatické a histologické vyšetrenie tkanív je to možné.

tkanivového preparátu

Mŕtve telá siedmich hmyzožravé druhy netopierov bez známok hniloby ( pipistrellus pipistrellus
( n
= 14), Plecotus auritus
( n
= 3), Myotis bechsteinii
( n
= 1), Myotis nattereri
( n
= 3), Myotis daubentonii
( n
= 2) , Myotis myotis
( n
= 1) a Nyctalus leisleri
( n
= 1)) boli použité v tejto štúdii (tabuľka 1) , Po otvorení brušnej steny, gastrointestinálneho traktu bola odstránená, premytá 0,9% NaCl a vysuší na filtračným papiera. GI trakt bol rozdelený do pažeráka, žalúdka, dvanástnika, jejuna /ilea, ilea /hrubého čreva a hrubého čreva /konečníka po Ishikawa a kol. [23] a zvážené na digitálna váha (EW2200-2NM, presnosť 0,01 g, Kern & Sohn GmbH, Balingen, Nemecko). Okrem toho, žalúdok z Mus musculus
(kmeň C57BL /6, Black 6; n
= 1). Bol použitý ako pozitívna kontrola pre detekciu AMCase westernovým prenosom

Príprava rozpustných proteínových frakcií

segmenty GI traktu non-pevné, čerstvé vzorky P. Pipistrellus
( n
= 11), P. auritus
( n
= 3), M. bechsteinii
( n
= 1), M. nattereri
( n
= 3), M. daubentonii
( n
= 2), M. Myotis
( n
= 1) a N. leisleri
( n
= 1) a žalúdok M. musculus
boli jednotlivo zem v trecej miske s extra-čistý mori piesku (Merck, Nemecko) a 0,9% chloridu sodného (štandardizovaného množstva tkaniva: 1 ml na 100 mg tkaniva). Homogenát boli inkubované cez noc pri 4 ° C [10], a potom sa odstredí (20 minút, 3500 g, 4 ° C). Supernatanty boli uchovávané pri -20 ° C až do ďalšej analýzy

Stanovenie aktivity chitinolytických

Pre meranie aktivity chitinolytických, agarózový gél doštičky boli pripravené ako je popísané v Zou, Nonogaki and .; Welbaum [24] s určitými úpravami. Kyselina fosforečná opuchnuté chitín bol pripravený zmiešaním 10 g chitínu od krabov škrupín (Roth, Germany) s 100 ml 85% kyseliny fosforečnej a inkubované po dobu 48 hodín pri teplote 4 ° C. Potom sa pridá 2 litre studenej vody a výsledný koláč sa premyje, než sa dosiahne pH 6,5 [25], [26]. Agarose (1,6%) sa rozpustí v inkubačnom pufri (pH 5,0), [24] v mikrovlnnej rúre a ochladí na teplotu 50-60 ° C. Potom sa pridá opuchnutý chitín kyselina fosforečná (0,5%) a 10 ml tejto suspenzie bolo Pipetovanie do 85 mm Petriho misiek. Po polymerizácii, jamky 4 mm o priemere boli vsunuté do agarózového gélu a kusy boli odstránené za použitia vodnej vývevy

lyofilizovaného prášku štandardného chitinasy z Serratia marcescens
(5 U .; sigma-Aldrich, Nemecko) bol rozpustený v 1 ml inkubačného pufra ako štandardného zásobného roztoku. Známym koncentrácia štandardného chitinázy bol pridaný do každej dosky ako referencie a inkubačná pufer bol použitý ako negatívna kontrola. Po prvé, 6 ul vzorky každého roztoku bolo Pipetovanie do každej jamky, po ktorých boli doštičky inkubované po dobu 20 minút pri teplote miestnosti, aby vzorky difundovať do agaru. Potom ďalšie L vzorka bol pridaný do každej jamky a doštičky boli inkubované pri izbovej teplote po dobu 20 minút s následnou inkubáciou pri teplote 37 ° C počas 20 hodín. Agarózovom platne potom boli zafarbené 0,1% calcofluor (Calcofluor M2R zjasňovača, Sigma, MO, USA) po dobu 10 minút a premyje sa destilovanou vodou po dobu 2 hodín. Lytické zóny boli vizualizované pomocou UV presvietením a potom fotografoval. Priemery lytických zón boli merané pomocou GIMP (verzia 2.6.11, www.gimp.org). Za použitia referenčnej série roztokov chitinasy zásobného roztoku enzýmovej aktivity inkubačnom pufri bola vypočítaná podľa priemeru zóny proti logaritmu koncentrácie a variácie medzi doskami boli upravené na vnútornej štandardy chitinasových používaných na každej Petriho miske.

Na analýzu enzymatickú aktivitu pri rôznych hodnotách pH, ​​gélové doštičky boli pripravené ako predtým, ale s rôznymi hodnotami pH (pH 4,0, pH 5,0, pH 6,0, pH 7,0 a pH 8,0). Supernatanty žalúdka, dvanástnika, jejunum /ilea, ilea /hrubého čreva a hrubého čreva /konečníka jedného kusu s. pipistrellus
boli použité. Lytická zóny boli vizualizované pomocou UV svetlom a analyzované rovnako ako predtým. Okrem toho, hodnoty pH úsekoch gastrointestinálneho traktu piatich jedincov P. pipistrellus
sa merali pomocou mnohofarebné kódované papierik (pH 0,0 až 6,0: Acilit, presnosť 0,5 pH 6,5 až 10,0: Špeciálna ukazovateľ, presnosť 0,3; Merck).

Vyjadrenie chitinasy v GI trakte

Western blot analýza.

Westernový prenos bol vykonaný na identifikáciu a lokalizáciu biochemicky chitinázy v GI trakte európskych druhov netopierov a vylúčiť chitinolytických aktivitu spôsobenú lyzozýmu. Supernatanty tkanivových vzoriek zo šiestich druhov netopierov (vzorky časti GI traktu (žalúdka, dvanástnika, jejunum /ileum, ileum /hrubého čreva a hrubého čreva /konečníka) :. P pipistrellus
( n
= 2 ), P. auritus
( n
= 2), M. nattereri
( n
= 1), M. myotis
( n
= 1) a N leisleri
( n
= 1); ďalší žalúdočnej vzorky: .. P pipistrellus
( n
= 9), M. nattereri
( n
= 1), M. daubentonii
( n =
2)) a žalúdka M. musculus
použitá ako pozitívna kontrola [27] boli podrobené dodecylsulfát sodným, elektroforézou v polyakrylamidovom géle (SDS-PAGE) (Laemmli [28] upravený po Sambrook, Fritsch &Co. Maniatis [29]).

supernatanty z každého 750 ug tkaniva sa zmieša 1: 1 v 2 x SDS gél-pufra a zmes sa zahrieva na 95 ° C počas 3 min. Každej vzorky, 15 ul bol podrobený 12% štiepiace gélu a 5% stohovacie gélu. Elektroforéza bola vykonaná za redukčných podmienok, pri napätí 100 V. Separované proteíny boli elektroblotovány po dobu 1 hodiny pri konštantnom prúde 0,8 mA /cm ^{2 na PVDF membrány. Bloty boli blokované 5% netučného sušeného mlieka v Tris pufrovanom fyziologickom roztoku (TBS, pH 7,5) obsahujúcim 0,1% Tween 20 (Roth) po dobu 1 hodiny pred inkubáciou s králičie polyklonálne protilátkou namierenou proti N-konci kyslé chitinasy ( AVIVA Systems Biology, CA, USA, zriedi 1: 1000 v TBS obsahujúcom 1% BSA) pri 4 ° C cez noc. Po premytí TBS obsahujúcim 0,05% Tween 20 a 0,1% BSA boli membrány inkubované po dobu 1 hodiny s alkalickou fosfatázou konjugovanou kozie polyklonálnou protilátkou proti králičím IgG (H &L) (Roth, anti králičie-AP 4751; zriedený 1: 7500 v TBS obsahujúcom 1% BSA). Bloty boli premyté štyrikrát a väzba protilátky bola vizualizované inkubáciou s bromochloroindoyl fosfát (Bethesda Research Laboratories, MD, USA) a nitrotetrazoliové modrej substrátu (Biotech obchodu &Co. Service GmbH, Nemecko) v súlade s Harlow a Lane [30]}

Imunohistochémia.

Ak chcete lokalizovať AMCase na bunkovej úrovni, imunohistochemická analýza bola vykonaná na segmentoch GI trakte P. Pipistrellus
( n
= 3). časti GI traktu boli fixované v 4% paraformaldehydu vo fosfátovom pufri (pH 7,0) počas 24 hodín pred tým, než boli premyté 4 x 1 h s TBS. Potom tkanivové bloky boli dehydrované v odstupňované rade etanolu (30%, 50%, 70%, 90%, 100%) a nakoniec vložené do parafínu. Tieto parafínové bloky boli rozrezané do sekcií 4-9 um hrúbky pomocou sledge mikrotómy (Leitz, Nemecko) a boli vysušené cez noc. Ak chcete získať prístupných miestach, väzba antigén, tkanivové rezy boli predigested pepsínom (Sigma) po Goto et al. [27]. Rezy boli premyté 0,01% Tween 20 v TBS. Nešpecifické miesta sa blokujú 5% kozieho séra (Merck) v 3% BSA (AppliChem, Nemecko). Rezy boli vystavené králičie polyklonálne protilátka proti N-konci kyslé chitinasy (Aviva systémovej biológie; zriedené 1: 200 v TBS obsahujúcom 1% BSA) vo vlhkej komore. Nenaviazané protilátky boli odstránené premytím s TBS, predtým, než sa sekundárne protilátkou (ChromeoTM 546, abca, UK, zriedi 1: 2500 v 0,5% BSA v TBS) bola použitá. Pre sekcie jadrovej kontrastným boli inkubované s 0,05% 4 ', 6-diamidínov-2-fenylindol (DAPI) (AppliChem). Po konečnom opláchnutí s TBS, rezy boli umiestnené s 1,4-diazabicyklo [2.2.2] oktán Roztok (DABCO) (Sigma). Na kontrolu autofluorescence a väzbovú špecificitu protilátok boli rezy nejakú fluorescein isothiokyanátem (FITC) značené sekundárne protilátky, ale bez primárnej protilátky. Rezy boli hodnotené pomocou fluorescenčného mikroskopu (Olympus BX60 F-3, Olympus Optical Čo LTP, Nemecko).

Výsledky

chitinolytických aktivita

Boli sme schopní detekovať chitinolytických aktivita vo vzorkách žalúdka všetkých osôb (napríklad obr. 1) a vo vzorke hrubého čreva /konečníka jedného, ​​ M. Myotis, M. nattereri stroje a N. leisleri
každý (tabuľka 2). Nie chitinolytických činnosť mohla byť meraná v dvanástniku, jejuna /ileu alebo vzorky ileum /hrubého čreva. Chitinolytických aktivita vo vzorkách žalúdka bol najvyšší medzi pH 5,0 a pH 6,0 (Obr. 2). Podporujúce naše predchádzajúce výsledky, nie chitinolytických aktivita bola detekovaná v ostatných oblastiach gastrointestinálneho traktu, bez ohľadu na hodnotu pH. Hodnota pH strednej GI traktu P. Pipistrellus
( n
= 5) bola 5,6 ± 0,2 v žalúdku, 7,0 ± 0,3 v dvanástniku, 7,1 ± 0,2 v jejune /ilea, 7,0 ± 0,2 v ileu /hrubého čreva a 7,0 ± 0,5 do hrubého čreva /konečníka.

Expresia chitinasy v GI trakte

analýza Western blot na M. musculus
žalúdka vykazovali charakteristický pás pri relatívnej molekulovej hmotnosti 46 K, čo ukazuje na prítomnosť AMCase. Okrem toho vo všetkých vzorkách žalúdka P. pipistrellus, P. auritus, M. nattereri
M. Myotis stroje a N. leisleri
bola zistená jasná proteínový pás 46 k (pre reprezentatívne Western blot obrázkov, viď obr. 3 pre Pipistrellus stroje a obr. 4 pre Plecotus, Myotis stroje a Nyctalus
). Tento proteínový pás nebol detekovaný v pažeráku, duodena, jejuna /ilea, ilea /hrubého čreva alebo vzoriek hrubého čreva /konečníka z druhov netopierov (obr. 3). Všetky imunohistochemické výsledky boli kontrolované pre autofluorescence a nešpecifická väzba sekundárneho FITC-viazané protilátky. Žalúdočné rezy boli pozitívne na značenie anti-AMCase protilátky, zatiaľ čo v pažeráku, duodena, jejuna /ilea, ilea /hrubého čreva a hrubého čreva /konečníka úseky žiadna väzba bola detekovaná. V žalúdku častiach, anti-AMCase značenie bola obmedzená na spodnej časti žalúdočných žliaz pozdĺž žalúdočnej sliznice okolo DAPI postriekané bunkových jadier (obr. 5).

Diskusia

Predpokladali sme, že európski hmyzožravé druhy netopierov z čeľade Vespertilionidae majú tráviacich enzýmov chitinázy. Táto hypotéza bola potvrdená prítomnosť chitinolytických aktivity v žalúdku študovaných druhov. Okrem toho, je pravda, chitinasy, najmä AMCase, by mohli byť identifikované biochemicky vo všetkých vzorkách žalúdka. Aktívne chitinázy sú bežné a konzervovaný medzi cicavcov [14]. Avšak umiestnenie a funkcie AMCase sa líši u rôznych druhov a nie je celkom vyriešená [31].

Ďalej sme predpokladali, že chitinolytických aktivita sa nachádza v čreve, najmä v tenkom čreve, pretože sa jedná o miesto, kde je hlavný enzymatického trávenia a absorpcie prebieha [32]. Naše výsledky ani túto hypotézu potvrdiť ako chitinolytických aktivita bola lokalizovaná prevažne v žalúdku a pre tri osoby na nízkej úrovni aktivity v hrubého čreva /konečníka. Vysoká variabilita chitinolytických aktivity v sledovaných jedincov môže byť spôsobená zmenou tráviaci činnosť osôb v čase smrti. To je podporované rôznymi množstvo potravín, zistených v GI trakte. Chitinolytických aktivita vo vzorkách žalúdka, ale nie vo vzorkách hrubého čreva /konečníka je možné vysledovať späť k aktivite AMCase, a nie na lyzozým zo strany westernovým prenosom. Aktivita netopierov AMCase bolo optimálne rozmedzie pH 5,0 a pH 6,0. Tieto hodnoty pH sú porovnateľné s kyslým prostredím v žalúdku hmyzožravé druhov netopierov, merané v tejto štúdii a vykazuje Naumova a Zharov [33]. Toto je prvá indikáciou pre biologické relevantnosti AMCase počas trávenia v tejto časti gastrointestinálneho traktu. Avšak ďalšie experimenty, ako je zažívacie štúdií účinnosti, by sa malo uskutočniť testovanie v prípade, že aktivita AMCase predstavuje biologický význam pre chitín trávenie. AMCase má dvojakú funkciu imunity a trávenia organizmov chitín obsahujúci [34], [35]. Napríklad, ľudský AMCase nie je prispôsobený kyslým prostredím v žalúdku, na rozdiel od AMCase nájdený u myší [31]. Žalúdok AMCase zo M. musculus
obsahuje aminokyselinové substitúcie, ktoré sú potrebné na prispôsobenie na kyslé prostredie v žalúdku [31]. Okrem toho, Boot et al. [17] preukázali, že AMCase mRNA M. musculus
sa nachádza iba v žalúdku. Ak sú prítomné v AMCase BAT druhov tieto aminokyselinové substitúcie je potrebné ešte uvedené.

imunohistochemické Výsledky tejto štúdie podporujú lokalizácia AMCase v žalúdku netopierov, a to najmä v žalúdočných žľazách sliznice , Ďalej sme zistili, že sa enzým sa nachádza v alebo okolo hlavných buniek umiestnených na spodnej časti žalúdočných žliaz, ako bolo už skôr ukázané na žalúdok AMCase z M. musculus
[27], [31], [34]. Hlavnými bunky vylučujú tráviace enzýmy [36], ktoré sú umiestnené v početných cytoplazmatických granúl [37]. Spoločný enzým produkovaný týmto žalúdočné typu buniek je pepsinogén, čo je prekurzor proteolytického enzýmu pepsínu [38]. Goto et al. [27] preukázali, že výrobný závod žalúdočné AMCase zo M. musculus
je v týchto sekrečných granúl. Preto je veľmi pravdepodobné, že AMCase sa vylučuje žalúdočných hlavnými bunkami v druhov netopierov. To je v rozpore s výsledkami Whitaker et al. [8], ktorý uviedol, že v chitinasy netopierov je produkovaný baktériou kmene chitinasových produkujúcich (väčšinou z čeľade Enterobacteriaceae) v čreve. Je známe, že črevné baktérie produkujú chitinázy uspokojiť svoje vlastné nutričné ​​požiadavky [39]. Avšak, chitinázy produkujúce enterobaktérie možno nájsť aj v GI trakte cicavcov, ktoré nie sú živí chitinous materiálu [19]. To naznačuje, že neexistuje žiadna úzke spojenie medzi trávenie chitínu a chitinolytických baktérií. V tejto štúdii, nízka chitinolytických aktivita bola meraná v črevách len niekoľko jedincov, a nie AMCase by mohli byť detekované pri oddeľovaní čreva od žalúdka. To príležitostne chitinolytických aktivita môže byť vysvetlený transportu AMCase vyrobené v žalúdku do čreva s potravinami, ako je popísané Suzuki et al. [34] a Boot et al. [17]. Navyše nízka aktivita chitinolytických v čreve môže byť spôsobené chitinasových produkujúce enterobaktérií [8]. Avšak, bolo by potrebné kvantifikácie týchto baktérií pre overenie účasti na chitín trávenie týchto symbionts. Preto je pravdepodobné, že chitín v hmyzožravé druhov netopierov sa štiepia kombináciou endogénnych žalúdka AMCase a chitinasy vylučovaného črevné baktérie, ako bolo navrhnuté pre M. musculus
[17]. Táto štúdia jasne ukazuje, že európski hmyzožravé netopierov z čeľade Vespertilionidae majú tráviaci enzým AMCase. Ukázali sme, že tento enzým je aktívny a nachádza sa v žalúdku, najmä v alebo okolo hlavných buniek v spodnej časti žalúdočných žliaz.

Uznanie

Ďakujeme E. Mühlbach, R. Keil , N. Dittrich a S. Wiegand pre vzorky zvierat a Y. Kühnel, C. von Bredow, A. Diebel a cicavčím ekológie Group za ich pomoc.

• Ploche ONE: Sonic Hedgehog sprostredkováva proliferáciu a nábor transformovaných mezenchymálnych kmeňových buniek do žalúdka
• Ploche ONE: Podmienené Expresia Wnt9b v Six2-pozitívnych buniek narušuje žalúdka a obličiek Function