PLOS ONE: Les chauves-souris insectivores Digest chitine dans l'estomac en utilisant Acidic Mammalian Chitinase

Résumé

Le tractus gastro-intestinal des animaux est adaptée à leur principale source de nourriture pour optimiser l'utilisation des ressources et la consommation d'énergie. espèces de chauves-souris se nourrissent principalement de Tempéré arthropodes. Ceux-ci contiennent l'hydrate de carbone chitine riche en énergie, ce qui est indigeste pour les enzymes endogènes du tractus gastro-intestinal de mammifère typique. Cependant, le tractus gastro-intestinal des espèces de chauve-souris doit être adaptée à leur alimentation et être capable de digérer la chitine. Nous avons supposé que (i) les espèces européennes de chauves-souris vespertilionid ont la chitinase d'enzymes digestives et que (ii) l'activité chitinolytiques se trouve dans l'intestin, comme il a été trouvé pour les espèces nord-américaines de chauve-souris. Les voies gastro-intestinales de sept espèces de chauves-souris ( Pipistrellus pipistrellus
, Plecotus auritus
, Myotis bechsteinii
, Myotis nattereri
, Myotis daubentonii
, Myotis myotis,
et Nyctalus leisleri
) ont été testés pour l'activité chitinolytiques par dosage de diffusion. tractus gastro-intestinal de P. pipistrellus
, P. auritus
, M.
nattereri, M. myotis,
et N. leisleri
ont été examinés pour acide chitinase mammifère par analyse western blot. Des sections de tissu du tractus gastro-intestinal p. pipistrellus
ont été analysées par immunohistochimie pour localiser le chitinase mammifère acide. l'activité chitinolytique a été détectée dans l'estomac de toutes les espèces de chauves-souris. analyse par Western blot a confirmé la chitinase de mammifère acide dans les échantillons d'estomac. Immunohistochimie de la P. pipistrellus
tractus gastro-intestinal a indiqué que chitinase mammifère acide se trouve dans les cellules principales de l'estomac à la base des glandes gastriques. En conclusion, les espèces de chauves-souris européennes vespertilionid ont chitinase de mammifère acide qui est produite dans les glandes gastriques de l'estomac. Par conséquent, les voies gastro-intestinales d'espèces de chauves-souris insectivores ont évolué une adaptation enzymatique à leur régime alimentaire

Citation:. Strobel S, Roswag A, Becker NI, Trenczek TE, JA Encarnação (2013) Les chauves-souris insectivores Digest chitine dans le ventre Utilisation Acidic Mammalian chitinase. PLoS ONE 8 (9): e72770. doi: 10.1371 /journal.pone.0072770

Editeur: François Blachier, Institut National de la Recherche Agronomique, France

Reçu le 26 Mars 2013; Accepté 12 Juillet 2013; Publié: 3 Septembre 2013 |

Droit d'auteur: © 2013 Strobel et al. Ceci est un article en accès libre distribué sous les termes de la licence Creative Commons Attribution, qui permet une utilisation sans restriction, la distribution et la reproduction sur tout support, à condition que l'auteur et la source originelle sont crédités

Financement:. Les auteurs ont pas de soutien ou de financement pour signaler

intérêts concurrents:.. les auteurs ont déclaré qu'il n'y a pas des intérêts divergents existent

introduction

les animaux doivent ingérer et digérer les aliments pour assurer la fonctionnement continu de leur métabolisme interne en couvrant, par exemple, leur énergie, les protéines et les besoins en vitamines [1]. Le processus à plusieurs étapes de la digestion comprend des étapes enzymatiques mécaniques, chimiques et pour les éléments nutritifs de conversion [2]. espèces de chauves-souris ont une forte demande spécifique à la masse d'énergie en raison de leur petite taille et de la capacité de voler activement [3], [4]. Chez les animaux volants, la nourriture doit être traitée rapidement pour réduire la demande d'énergie provoquée par une augmentation massive de vol [2]. espèces de chauves-souris européennes ont un régime alimentaire composé principalement d'arthropodes [5]. Ils ont des temps de rétention [6] mais une efficacité digestive haute [7]. Cela donne à penser que leur gastro-intestinal (GI) est très adapté à leur alimentation, car il digère arthropodes rapidement et complètement. Par conséquent, on pourrait faire valoir que les espèces de chauves-souris européennes dépendent des enzymes digestives spécifiques arthropodes. Depuis arthropodes comprennent jusqu'à 75% de chitine (teneur en énergie de 21,2 kJ /g, [8]), il est très plausible que les espèces de chauves-souris sont capables de digérer la matière chitine, comme cela a été démontré dans d'autres vertébrés tels que le lézard vert européen ( Lacerta viridis
), le merle commun ( Turdus merula
) et le renard roux ( vulpes vulpes
) [9], [10].

chitine peut être dégradé par chitinases (EC 3.2.1.14) et certains lysozymes (EC 3.2.1.17) [11], [12]. Chez les mammifères, seuls deux chitinases ont été identifiés: chitotriosidase et chitinase acide des mammifères (AMCase) [13], qui sont tous deux classés comme endochitinases [14]. Chitotriosidase est principalement sécrétée par les phagocytes et agit contre les agents pathogènes contenant de la chitine [15]. AMCase n'a jusqu'à présent été identifié chez la souris (Mus musculus), macaques (Macaca fascicularis) et les humains [16], [17]. Il est fortement exprimé dans l'estomac et le poumon, ce qui indique une double fonction digestive et immunologiques [16], [17]. activité chitinolytique peut également provenir d'enzymes endogènes, ingéré alimentaire présent dans le tractus gastro-intestinal, ou d'enzymes produites par des micro-organismes [18], [19].

L'activité chitinolytique dans le tractus gastro-intestinal a été trouvé dans plusieurs espèces de chauves-souris insectivores [8], [9]. Cependant, il n'y a aucune connaissance de l'enzyme correspondante. Jeuniaux [9] vérifiée activité chitinolytique dans le tractus gastro-intestinal de Rhinolophus ferrumequinum
, une espèce de chauve-souris européennes de la famille Rhinolophidae. Whitaker et al. [8] démontré une activité chitinolytiques dans le tractus gastro-intestinal de l'Amérique du Nord vespertilionid espèces de chauves-souris du genre Myotis
, Eptesicus
, Nycticeius
, Lasiurus
, Pipistrellus
et Lasionycteris
. Ils ont isolé des souches de bactéries productrices de chitinase de l'intestin comme source pour l'activité chitinolytique. En revanche, Jeuniaux [9] a trouvé des preuves de l'activité chitinolytiques dans la muqueuse gastrique de l'estomac de Rhinolophus ferrumequinum
alors que l'intestin ne présentait aucune activité chitinolytique. Cependant, Buchholz, Wells & Conaway [20] ne pouvait pas détecter tout chitinase dans les espèces de chauves-souris insectivores Pipistrellus subflavus
et Myotis grisescens
. Outre chitinases, certains lysozymes sont capables de dissoudre chitine [11], [12]. Par exemple, Phillips, Weiss & Tandler [21] détecté lysozyme dans les glandes salivaires des espèces de chauves-souris insectivores et spéculé qu'il pourrait agir comme une enzyme chitinolytiques dans la salive. Cependant, lysozymes sont principalement anti-bactérienne et sont une partie importante du système immunitaire [22] ou pour la digestion des bactéries chez les ruminants [12].

Nous supposons que (i) des espèces européennes de chauves-souris insectivores de la famille Vespertilionidae possèdent une activité chitinolytiques dans le tractus gastro-intestinal, comme cela a été démontré pour les espèces insectivores de chauves-souris en Amérique du Nord [8] et une espèce de chauve-souris européennes de la famille Rhinolophidae [9] et (ii) l'activité chitinolytiques se trouve dans l'intestin, comme cela a été montré en espèces nord-américaines [8]. Dans cette étude, nous avons localisé l'activité chitinolytiques et identifié l'enzyme correspondante comme AMCase en utilisant un dosage enzymatique, immunoblotting et immunohistochimie.

Éthique déclaration
Matériels et méthodes

Tous les individus utilisés dans cette étude sont morts dans les centres de réadaptation volontaires pour les chauves-souris. Ils ont été livrés par des bénévoles sans aucune sorte de remboursement. Selon la loi sur la protection des animaux allemande (LPA §4 (3)) et à la Loi sur la conservation Nature fédérale (BNatSchG §45 (4)) aucune autorisation est nécessaire pour travailler sur les carcasses. L'estomac de la souris était un vestige d'une étude réalisée par l'Institut d'anatomie et de biologie cellulaire à la Justus-Liebig-Université de Giessen qui a été approuvé par le conseil régional (n ° V54-19C20 /15C Giessen 20/23 400AZ). Aucun animal n'a été tué dans le cadre de cette étude.

stockage de tissus

Carcasses ont été stockés immédiatement après la mort à -20 ° C. Les chauves-souris ont été livrés sur la glace à-dire gelé à l'Université de Giessen. Les carcasses ont été stockées pendant un maximum de six mois à -80 ° C jusqu'à ce que la préparation des tissus. observations macro- et microscopiques ont vérifié la très bonne conservation des organes et des cellules qui ont fait enzymatiques et histologiques examens des tissus possible.

Préparation des tissus

Carcasses de sept espèces de chauves-souris insectivores sans aucun signe de putréfaction ( Pipistrellus pipistrellus
( n
= 14), Plecotus auritus
( n
= 3), Myotis bechsteinii
( n
= 1), Myotis nattereri
( n
= 3), Myotis daubentonii
( n
= 2) , Myotis myotis
( n
= 1) et Nyctalus leisleri
( n
= 1)) ont été utilisés dans cette étude (tableau 1) . Après l'ouverture de la paroi abdominale, le tractus gastro-intestinal a été enlevée, lavée avec 0,9% de NaCl, et séché sur du papier filtre. Le tractus gastro-intestinal a été divisé dans l'œsophage, de l'estomac, le duodénum, ​​le jéjunum /iléon, iléon /colon et du colon /rectum après Ishikawa et al. [23] et pesé sur une balance numérique (EW2200-2NM, précision: 0,01 g; Kern & Sohn GmbH, Balingen, Allemagne). En outre, l'estomac d'un Mus musculus
(souche C57BL /6, Noir 6; n
= 1). A été utilisé comme témoin positif pour la détection AMCase par western blot

Préparation des fractions protéiques solubles

segments tractus gastro-intestinal, des spécimens de non-fixe frais de P. pipistrellus
( n
= 11), P. auritus
( n
= 3), M. bechsteinii
( n
= 1), M. nattereri
( n
= 3), M. daubentonii
( n
= 2), M. myotis
( n
= 1) et N. leisleri
( n
= 1) et l'estomac de M. musculus
ont été broyés individuellement dans un mortier et un pilon avec du sable de la mer extra-pur (Merck, Allemagne) et 0,9% de NaCl (quantité de tissu normalisé: 1 ml par 100 mg de tissu). Les homogénats ont été mises en incubation pendant une nuit à 4 ° C, [10], puis centrifugée (20 min, 3500 g, 4 ° C). Les surnageants ont été conservés à -20 ° C jusqu'à une analyse plus approfondie

Détermination de l'activité chitinolytiques

Pour mesurer l'activité chitinolytiques, des plaques de gel d'agarose ont été préparés comme décrit par Zou, Nonogaki &. Welbaum [24] avec quelques modifications. L'acide phosphorique chitine gonflé a été préparé en mélangeant 10 g de chitine des carapaces de crabe (Roth, Allemagne) avec 100 ml de 85% d'acide phosphorique et incubé pendant 48 h à 4 ° C. Puis 2 L d'eau froide du robinet a été ajouté et le gâteau résultant a été lavé jusqu'à pH 6,5 a été atteint [25], [26]. D'agarose (1,6%) a été dissous dans un tampon d'incubation (pH 5,0) [24] dans un four à micro-ondes et refroidi à 50-60 ° C. Par la suite, la chitine gonflée à l'acide phosphorique (0,5%) a été ajouté et 10 ml de cette suspension a été pipeté dans 85 mm des boîtes de Petri. Après polymérisation, les puits de 4 mm de diamètre ont été percés dans les pièces d'agarose et gel ont été enlevés à l'aide d'une pompe à jet d'eau

Poudre lyophilisée de chitinase standard à partir de marcescens
(5 Serratia U.; Sigma-Aldrich, Allemagne) a été dissous dans 1 ml de tampon d'incubation comme la solution mère standard. Une concentration connue de chitinase standard a été ajouté à chaque plaque comme tampon de référence et l'incubation a été utilisé comme témoin négatif. Tout d'abord, des échantillons de 6 pi de chaque solution ont été introduits à la pipette dans chaque puits, après quoi les plaques ont été incubées pendant 20 min à température ambiante pour permettre à des échantillons de diffuser dans l'agar. Ensuite, un L échantillon supplémentaire a été ajouté à chaque puits et les plaques ont été incubées à température ambiante pendant 20 minutes, suivie d'une incubation à 37 ° C pendant 20 h. plaques Agarose ont ensuite été colorées avec 0,1% calcofluor (calcofluor Brightener M2R, Sigma, MO, USA) pendant 10 minutes et on les lave avec de l'eau distillée pendant 2 h. zones lytiques ont été visualisées en utilisant transillumination UV puis photographiés. Les diamètres des zones lytiques ont été mesurées à l'aide de GIMP (version 2.6.11; www.gimp.org). En utilisant une série de dilutions de référence de la solution chitinase du stock avec les activités enzymatiques de tampon d'incubation ont été calculées en fonction du diamètre de la zone en fonction du logarithme de la concentration et de la variation entre les plaques ont été ajustées aux normes de chitinase internes utilisés sur chaque boîte de Petri.

Pour analyser l'activité enzymatique à différentes valeurs de pH, des plaques de gel ont été préparées comme précédemment, mais avec différentes valeurs de pH (pH 4,0, pH 5,0, pH 6,0, pH 7,0 et pH 8,0). Surnageants de l'estomac, le duodénum, ​​le jéjunum /iléon, iléon /côlon et du côlon /rectum d'un individu de P. pipistrellus
ont été utilisés. Les zones lytiques ont été visualisées en utilisant transillumination UV et analysés comme avant. En outre, les valeurs de pH des sections du tractus gastro-intestinal de cinq individus de P. pipistrellus
ont été mesurés en utilisant du papier pH multicolore-codé (pH 0,0 à 6,0: ANIMA, précision 0,5; pH 6,5 à 10,0: Indicateur spécial, la précision de 0,3; Merck).

Expression de chitinase dans le tractus gastro-intestinal

analyse par Western blot.

Western blot a été réalisée pour identifier et localiser biochimiquement chitinase dans le tractus gastro-intestinal des espèces de chauves-souris européennes et d'exclure l'activité chitinolytiques causée par lysozymes. Surnageants des échantillons de tissus provenant de six espèces de chauves-souris (échantillons de section du tractus GI (estomac, duodénum, ​​jéjunum /iléon, iléon /côlon et du côlon /rectum):. P pipistrellus
( n
= 2 ), P. auritus
( n
= 2), M. nattereri
( n
= 1), M. myotis
( n
= 1) et N leisleri
( n
= 1); échantillons d'estomac supplémentaires:.. P pipistrellus
( n
= 9), M. nattereri
( n
= 1), M. daubentonii
( n =
2)) et l'estomac d'un M. musculus
utilisé comme témoin positif [27] ont été soumis à dodécylsulfate de sodium-polyacrylamide (SDS-PAGE) (Laemmli [28] modifiés après Sambrook, Fritsch & Maniatis [29]).

Les surnageants de chaque tissu 750 ug ont été mélangés dans 2 01:01 tampon de gel de chargement x SDS et chauffé à 95 ° C pendant 3 min. De chaque échantillon, 15 ul a été soumis à un gel de résolution à 12% et un gel d'empilement à 5%. L'électrophorèse a été effectuée dans des conditions réductrices sous une tension de 100 V. Les protéines séparées ont été électrotransfert pendant 1 h à un courant constant de 0,8 mA /cm ^{2 sur des membranes de PVDF. Les transferts ont été bloqués avec du lait en poudre 5% non gras dans du Tris une solution saline tamponnée (TBS, pH 7,5) contenant 0,1% de Tween 20 (Roth) pendant 1 h avant l'incubation avec un anticorps polyclonal de lapin dirigé contre l'extrémité N-terminale de la chitinase acide ( AVIVA Systems Biology, CA, USA; dilué 1:1000 dans du TBS contenant 1% de BSA) à 4 ° C pendant la nuit. Après lavage avec du TBS contenant 0,05% de Tween 20 et 0,1% de BSA, les membranes ont été incubées pendant 1 h avec alcaline de chèvre anticorps polyclonal conjugué à la phosphatase de IgG de lapin (H & L) (Roth, lapin anti-AP 4751, dilué 1:7500 dans TBS contenant 1% de BSA). Les empreintes ont été lavées quatre fois et liaison de l'anticorps a été visualisée par incubation avec du phosphate de bromochloroindoyl (Bethesda Research Laboratories, MD, USA) et le substrat nitrobleu de tétrazolium (Biotech Trade & Service GmbH, Allemagne) selon Harlow et Lane [30]}

immunohistochimie.

Pour localiser AMCase au niveau cellulaire, l'analyse immunohistochimique a été réalisée sur des segments du tractus GI de P. pipistrellus
( n
= 3). Les parties du tractus GI ont été fixées dans 4% de paraformaldehyde dans du tampon phosphate salin (pH 7,0) pendant 24 h avant d'être lavés 4 x 1 h avec du TBS. Ensuite, les blocs de tissus ont été déshydratés dans une série graduée d'éthanol (30%, 50%, 70%, 90%, 100%) et finalement inclus dans la paraffine. Les blocs de paraffine ont été coupées en tronçons de 4-9 um d'épaisseur en utilisant un microtome à coulisse (Leitz, Allemagne) et ont été séchés pendant une nuit. Pour obtenir des sites de liaison de l'antigène accessibles, des coupes de tissus ont été prédigéré par la pepsine (Sigma) après Goto et al. [27]. Les sections ont été lavées avec 0,01% de Tween 20 dans du TBS. les sites non spécifiques ont été bloqués avec 5% de sérum de chèvre (Merck) dans 3% de BSA (AppliChem, Allemagne). Les sections ont été exposées à l'anticorps polyclonal de lapin dirigé contre l'extrémité N-terminale de la chitinase acide (Systèmes AVIVA Biology, dilué 1:200 dans du TBS contenant 1% de BSA) dans une chambre humide. Les anticorps non liés ont été éliminés par lavage avec du TBS, avant l'anticorps secondaire (ChromeoTM 546, Abcam, UK; dilué 1:2500 dans 0,5% de BSA dans TBS) a été appliqué. Pour les sections de contre-coloration nucléaire ont été incubées avec 0,05% de 4 ', 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) (AppliChem). Suite à un rinçage final avec du TBS, les coupes ont été montées avec du 1,4-diazabicyclo [2.2.2] octane solution (DABCO) (Sigma). Pour le contrôle de l'autofluorescence et la spécificité de liaison des anticorps les sections ont été traitées avec de l'isothiocyanate de fluorescéine (FITC) anticorps secondaire marqué, mais sans anticorps primaire. Les sections ont été évaluées en utilisant un microscope à fluorescence (Olympus BX60 F-3, Olympus Optical Co LTP, Allemagne).

L'activité chitinolytique de

Résultats

Nous avons pu détecter chitinolytiques l'activité dans les échantillons d'estomac de tous les individus (par exemple Fig. 1) et dans l'échantillon du côlon /rectum d'une M. myotis, M. de
nattereri et N. leisleri
chacun (tableau 2). Aucune activité chitinolytique pourrait être mesurée dans le duodénum, ​​le jéjunum /iléon ou des échantillons iléon /du côlon. L'activité chitinolytique dans les échantillons d'estomac est le plus élevé entre le pH 5,0 et à pH 6,0 (fig. 2). Appuyer nos résultats précédents, aucune activité chitinolytique n'a été détectée dans les autres régions du tractus gastro-intestinal, indépendamment de la valeur du pH. La valeur du pH moyen du tractus gastro-intestinal de P. pipistrellus
( n =
5) est de 5,6 ± 0,2 dans l'estomac, 7,0 ± 0,3 dans le duodénum, ​​7,1 ± 0,2 dans le jéjunum /iléon, 7,0 ± 0,2 dans l'iléon /côlon et 7,0 ± 0,5 dans le côlon /rectum.

expression de chitinase dans le tractus gastro-intestinal

l'analyse par Western blot de la M. musculus
estomac a montré une bande caractéristique à une masse moléculaire relative de 46 K, ce qui indique la présence de AMCase. En outre, dans tous les échantillons d'estomac de P. pipistrellus, P. auritus, M. nattereri
, M. myotis
et N. leisleri
une bande de protéine claire à 46 k a été identifié (pour les images western blot représentatives, voir Fig. 3 pour Pipistrellus
et Fig. 4 pour Plecotus, Myotis
et Nyctalus
). Cette bande de protéine n'a pas été détecté dans l'oesophage, le duodénum, ​​le jéjunum /iléon, iléon /côlon ou des échantillons du côlon /rectum de l'espèce de chauve-souris (Fig. 3). Tous les résultats immunohistochimiques ont été contrôlés pour autofluorescence et liaison non spécifique de l'anticorps secondaire couplé à FITC. sections de l'estomac ont été positifs pour l'anti-AMCase marquage d'anticorps, alors que dans l'œsophage, le duodénum, ​​le jéjunum /iléon, iléon /côlon et du côlon /rectum sections aucune liaison n'a été détectée. Dans les sections de l'estomac, l'étiquetage anti-AMCase était limitée au fond des glandes gastriques le long de la muqueuse gastrique autour des noyaux de cellules DAPI teinté (Fig. 5).

Discussion

Nous émettons l'hypothèse que les espèces européennes de chauves-souris insectivores de la famille Vespertilionidae ont la chitinase d'enzymes digestives. Cette hypothèse a été confirmée par la présence d'une activité chitinolytique dans les estomacs des espèces étudiées. En outre, une chitinase vrai, plus particulièrement AMCase pourrait être biochimiquement identifié dans tous les échantillons d'estomac. chitinases actifs sont communs et conservé chez les mammifères [14]. Toutefois, l'emplacement et la fonction du AMCase diffèrent selon les espèces et ne sont pas complètement résolus [31].

Nous avons également émis l'hypothèse que l'activité chitinolytique se trouve dans l'intestin, en particulier dans l'intestin grêle, comme il est le site où la principale digestion enzymatique et l'absorption a lieu [32]. Nos résultats ne confirment pas cette hypothèse que l'activité chitinolytiques était localisée principalement dans l'estomac et pour trois personnes à faible niveau d'activité dans le côlon /rectum. La forte variabilité de l'activité chitinolytiques chez les individus étudiés pourrait être causé par la variation activité digestive des individus au moment de la mort. Cette hypothèse est étayée par les différentes quantités d'aliments présents dans le tractus GI. L'activité chitinolytiques dans des échantillons d'estomac, mais pas dans les échantillons du côlon /rectum pourrait faire remonter à l'activité de l'AMCase et non à un lysozyme par western-blot. L'activité des chauves-souris AMCase était optimale entre pH 5,0 et pH 6,0. Ces niveaux de pH sont comparables au milieu acide dans l'estomac des espèces de chauves-souris insectivores telle que mesurée dans la présente étude et rapportée par Naumova et Zharova [33]. Ceci est une première indication de la pertinence biologique de AMCase lors de la digestion dans cette partie du tractus gastro-intestinal. Cependant, d'autres expériences comme des essais d'efficacité digestifs devraient être menées afin de tester si l'activité de AMCase constitue une signification biologique à la digestion de la chitine. AMCase a une double fonction dans l'immunité et la digestion des organismes contenant de la chitine [34], [35]. Par exemple, AMCase humain ne sont pas adaptés à l'environnement acide dans l'estomac, à la différence AMCase observée chez des souris [31]. L'estomac AMCase de M. musculus
contient des substitutions d'acides aminés qui sont nécessaires pour l'adaptation au milieu acide de l'estomac [31]. En outre, Boot et al. [17] ont démontré que l'ARNm de AMCase M. musculus
ne se trouve que dans l'estomac. Si ces substitutions d'acides aminés sont présents dans le AMCase des espèces de chauves-souris reste à démontrer.

Les résultats immunohistochimiques de cette étude confirment la localisation de AMCase dans l'estomac des espèces de chauves-souris, en particulier dans les glandes gastriques de la muqueuse . En outre, nous avons découvert que l'enzyme était situé dans ou autour des cellules principales situées à la base des glandes gastriques, comme cela a été montré précédemment pour l'estomac AMCase de M. musculus
[27], [31], [34]. les cellules principales sécrètent des enzymes digestives [36] qui sont situés dans les nombreux granules cytoplasmiques [37]. Une enzyme commune produite par ce type de cellule gastrique est pepsinogène, un précurseur de la pepsine enzymatique protéolytique [38]. Goto et al. [27] ont démontré que le site de l'estomac AMCase de M de production. musculus
est dans ces granules sécrétoires. Par conséquent, il est très probable que AMCase est également sécrétée par les cellules principales gastriques chez les espèces de chauve-souris. Cela est contraire aux résultats de Whitaker et al. [8], qui a déclaré que chitinase dans les espèces de chauves-souris est produite par des souches de bactéries chitinase productrices (principalement de la famille des entérobactéries) dans l'intestin. Il est connu que les bactéries intestinales produisent chitinase pour satisfaire leurs propres besoins nutritionnels [39]. Cependant, les entérobactéries chitinase producteurs peuvent également être trouvés dans les voies gastro-intestinales de mammifères qui ne se nourrissent pas sur le matériel de chitine [19]. Cela donne à penser qu'il n'y a pas de lien étroit entre la digestion de la chitine et les bactéries chitinolytiques. Dans cette étude, une faible activité chitinolytique a été mesurée dans les intestins de quelques individus seulement, et aucune AMCase n'a pu être détectée lors de la séparation de l'intestin de l'estomac. Cette activité chitinolytique occasionnelle peut être expliquée par le transport de la AMCase produite dans l'estomac dans l'intestin avec la nourriture, tel que décrit par Suzuki et al. [34] et Boot et al. [17]. En outre, la faible activité chitinolytique dans l'intestin peut être causée par les entérobactéries productrices de chitinase [8]. Cependant, la quantification de ces bactéries serait nécessaire pour vérifier la participation à la digestion chitine par ces symbiotes. Par conséquent, il est plausible que la chitine des espèces de chauves-souris insectivores est digéré par une combinaison de l'estomac endogène AMCase et chitinase sécrétée par les bactéries intestinales, comme cela a été suggéré pour M. musculus
[17]. Cette étude démontre clairement que les chauves-souris insectivores européennes de la famille Vespertilionidae ont l'enzyme digestive AMCase. Nous avons montré que cette enzyme est active et située dans l'estomac, en particulier dans ou autour des cellules principales à la base des glandes gastriques.

Remerciements

Nous remercions E. Mühlbach, R. Keil , N. Dittrich et S. Wiegand pour les échantillons d'animaux et Y. Kühnel, C. von Bredow, A. Diebel et le Groupe Ecologie Mammalian pour leur aide.

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