PLoS ONE: насекомоядные летучие мыши Digest хитина в желудке Использование Кислая Chitinase

Абстрактный
<р> Желудочно-кишечный тракт животных приспособлен к их основным источником пищи для оптимизации использования ресурсов и потребление энергии. Умеренный видов летучих мышей в основном питаются членистоногими. Они содержат богатые энергией углеводную хитин, который переваривается для эндогенных ферментов типичных млекопитающих желудочно-кишечного тракта. Тем не менее, желудочно-кишечный тракт видов летучих мышей должны быть адаптированы к их диете и быть в состоянии переварить хитин. Мы предположили, что (I) европейских видов vespertilionid биту пищеварительный фермент хитиназу и что (II) хитинолитического активность находится в кишечнике, так как было обнаружено, для североамериканских видов летучих мышей. Желудочно-кишечном тракте семи видов летучих мышей ( Pipistrellus Pipistrellus
, Plecotus auritus
, Myotis bechsteinii
, Myotis nattereri
, Myotis daubentonii
, Myotis Myotis,
и Nyctalus leisleri
) были протестированы на хитинолитической активности путем диффузии анализа. Желудочно-кишечные тракты P. Pipistrellus
, P. auritus
, M. nattereri
, M. Myotis,
и N. leisleri
были исследованы на кислых хитиназы млекопитающих с помощью Вестерн-блот-анализа. Тканевые отделах желудочно-кишечного тракта P. Pipistrellus
были иммуногистохимическое проанализированы, чтобы определить местонахождение кислотного хитиназу млекопитающих. Хитинолитических активность была обнаружена в желудках всех видов летучих мышей. Вестерн-блот-анализ подтвердил кислую хитиназу млекопитающим в образцах желудка. Иммуногистохимия из P. Pipistrellus
желудочно-кишечного тракта показали, что кислотный хитиназы млекопитающим расположен в главных клетках желудка у основания желудочных желез. В заключение европейских vespertilionid видов летучих мышей имеют кислую хитиназу млекопитающих, который производится в желудочных желез желудка. Поэтому, желудочно-кишечном тракте насекомоядных видов летучих мышей развились ферментативной адаптации к их диете

Citation:. Стробел S, Roswag A, Беккер Н.И., Trenczek TE, Encarnação JA (2013) насекомоядные летучие мыши Digest хитина в желудке, используя Кислотные млекопитающим Хитиназная. PLoS ONE 8 (9): e72770. DOI: 10.1371 /journal.pone.0072770
<р> Редактор: Франсуа Blachier, Национальный институт агрономических исследований, Франция
<р> Поступило: 26 марта 2013 года; Принято: 12 июля 2013 года; Опубликовано: 3 сентября 2013
<р> Copyright: © 2013 Стробел и др. Это статья с открытым доступом распространяется в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution, которая позволяет неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе, при условии, что оригинальный автор и источник кредитуются

Финансирование:. Авторы не имеют никакой поддержки или финансирования сообщать
<р> конкурирующие интересы:.. авторы заявили, что не существует никаких конкурирующих интересов

Введение
<р> Животные должны глотать и переваривать пищу, чтобы обеспечить непрерывное функционирование их внутреннего метаболизма путем покрытия, например, их энергия, белка и витамина требования [1]. Многоступенчатый процесс пищеварения включает в себя механические, химические и ферментативные шаги для преобразования питательных веществ [2]. видов летучих мышей имеют высокий массовый специфические потребности в энергии из-за их небольшого размера и способность активно летать [3], [4]. В летающих животных, продукты питания должны быть обработаны быстро, чтобы уменьшить потребность в энергии, вызванное увеличением массы полета [2]. Европейских видов летучих мышей есть диета, состоящая в основном из членистоногих [5]. Они имеют короткие времена удерживания [6], но высокая эффективность пищеварения [7]. Это говорит о том, что их желудочно-кишечного тракта (ЖКТ) в высшей степени приспособлен к их диете, так как она переваривает членистоногих быстро и тщательно. Таким образом, можно утверждать, что европейские виды летучих мышей зависит от членистоногих специфических пищеварительных ферментов. Так как членистоногие состоят до 75% хитина (содержание энергии 21,2 кДж /г, [8]), то весьма вероятно, что видов летучих мышей способны переварить хитиновый материал, как это было продемонстрировано в других позвоночных, таких как Европейская зеленая ящерица ( Lacerta виридис
), общий дрозд ( Turdus Мерула
) и красная лисица ( Vulpes Vulpes
) [9], [10].
<р> Хитин может быть понижена хитиназы (EC 3.2.1.14) и некоторых лизоцимы (EC 3.2.1.17) [11], [12]. У млекопитающих только два хитиназы были идентифицированы: хитотриозидазы и кислой хитиназы млекопитающих (AMCase) [13], оба из которых классифицируются как endochitinases [14]. Хитотриозидазы в основном секретируется фагоцитов и действует против хитин-содержащих возбудителей [15]. AMCase до сих пор только были идентифицированы у мышей (Mus Musculus), макаки (Macaca fascicularis) и человека [16], [17]. Он высоко экспрессируется в желудке и легких, что указывает на двойное пищеварительную и иммунологическую функцию [16], [17]. Хитинолитических активность может также происходить от эндогенных ферментов, перевариваемой пищи, присутствующих в желудочно-кишечном тракте, или ферментов, вырабатываемых микроорганизмами [18], [19].
<Р> хитинолитических активность в желудочно-кишечном тракте был обнаружен в нескольких насекомоядных видов летучих мышей [8], [9]. Тем не менее, нет никакого знания о соответствующего фермента. Jeuniaux [9] проверено хитинолитических активность в желудочно-кишечном тракте Rhinolophus ferrumequinum
, европейский вид летучих мышей семейства подковоносов. Уитакер и др. [8] показали хитинолитических активность в желудочно-кишечном тракте североамериканских vespertilionid летучих мышей виды родов Myotis
, Eptesicus
, Nycticeius
, Lasiurus
, Pipistrellus
и Lasionycteris
. Они выделяли хитиназе продуцирующие штаммы бактерий из кишечника в качестве источника хитинолитического активности. В противоположность этому, Jeuniaux [9] обнаружили доказательства хитинолитических активности в желудочной слизистой оболочке желудка <ЕМ> Rhinolophus ferrumequinum
в то время как кишечник не проявлял хитинолитических активности. Тем не менее, Бухгольц, Wells &Amp; Conaway [20] не удалось обнаружить каких-либо хитиназу в насекомоядных видов летучих мышей Pipistrellus subflavus
и Myotis grisescens
. К тому же хитиназы, некоторые лизоцимы способны растворить хитин [11], [12]. Например, Phillips, Weiss &Amp; Тандлер [21] обнаружен лизоцим в слюнных железах насекомоядных видов летучих мышей и предположил, что он может выступать в качестве хитинолитического фермента в слюне. Тем не менее, в основном лизоцимы антибактериальный и являются важной частью иммунной системы [22] или для пищеварения бактерий у жвачных животных [12].
<Р> Мы предполагаем, что (я) европейские насекомоядных видов летучих мышей семейства Vespertilionidae обладают хитинолитических активностью в желудочно-кишечном тракте, как это было продемонстрировано для североамериканских насекомоядных видов летучих мышей [8] и один из европейских видов летучих мышей семейства подковоносов [9] и (II) хитинолитический активность находится в кишечнике, как это было показано на североамериканских видов [8]. В этом исследовании мы обнаружили местонахождение хитинолитических активности и определили соответствующий фермент в качестве AMCase с использованием анализа фермента, иммуноблоттинга и иммуногистохимии.
Используется

Материалы и методы

Этика заявление
<р> Все люди в данном исследовании, умер в добровольных реабилитационных центрах для летучих мышей. Они были доставлены добровольцами без какого-либо возмещения. В соответствии с Законом о немецком охране животных (TSchG § 4 (3)) и Закон об охране природы федерального (BNatSchG §45 (4)) никакого разрешения не требуется для работы на каркасах. Желудок мыши был остатком исследования Института анатомии и клеточной биологии в Юстуса Либиха-университета Гессена, который был утвержден областным советом (№ V54-19C20 /15C Гиссен 20/23 400AZ). Ни одно животное не был убит для целей данного исследования.

хранения ткани
<р> Туши хранились сразу же после смерти при -20 ° C. Летучие мыши были доставлены на льду т.е. заморожена в университете Гессена. Туши хранились в течение более шести месяцев при -80 ° С до получения ткани. Макро- и микроскопические наблюдения проверили очень хорошее сохранение органов и клеток, которые сделали ферментативные и гистологические исследования тканей возможно.

тканевого препарата
<р> Туши семи насекомоядных видов летучих мышей без каких-либо признаков гниения ( Pipistrellus Pipistrellus
( п
= 14), Plecotus auritus
( п
= 3), Myotis bechsteinii
( п
= 1), Myotis nattereri
( п
= 3), Myotis daubentonii
( п
= 2) , Myotis Myotis
( п
= 1) и Nyctalus leisleri
( п
= 1)) были использованы в этом исследовании (таблица 1) , После вскрытия брюшной стенки, ЖКТ удаляют, промывают 0,9% раствором NaCl и сушат на фильтровальной бумаге. Желудочно-кишечный тракт был разделен на пищеводе, желудке, двенадцатиперстной кишки, тощей /подвздошной, подвздошной /толстой кишки и толстой кишки /прямой кишки после Ishikawa и др. [23] и взвешивают на цифровой шкале (EW2200-2NM, точность: 0,01 г; Kern &Amp; Sohn GmbH, Балинген, Германия). Кроме того, отдел желудка Мус Musculus
(штамм C57BL /6, черный 6; <ЕМ> п
= 1). Использовался в качестве положительного контроля для обнаружения AMCase помощью Вестерн-блоттинга

Получение растворимых белковых фракций
<р> сегменты желудочно-кишечного тракта нефиксированного, свежих образцов P. Pipistrellus
( п
= 11), P. auritus
( п
= 3), M. bechsteinii
( п
= 1), M. nattereri
( п
= 3), M. daubentonii
( п
= 2), M. Myotis
( п
= 1) и N. leisleri
( п
= 1) и желудок М. Musculus
индивидуально растирают в ступке с экстра-чистое море песка (Merck, Германия) и 0,9% NaCl (стандартизированным количеством ткани: 1 мл на 100 мг ткани). Гомогенаты инкубировали в течение ночи при температуре 4 ° С [10], а затем центрифугировали (20 мин, 3500 г, 4 ° С). Супернатанты не выдерживали при -20 ° C до дальнейшего анализа

Определение хитинолитических активности
<р> Для измерения активности хитинолитических, в агарозном геле планшеты готовили, как описано Zou, Nonogaki &амп. Welbaum [24] с некоторыми изменениями. Фосфорная кислота опухшие хитин получают путем смешения 10 г хитина из панцирей крабов раковин (Roth, Германия) с помощью 100 мл 85% -ной фосфорной кислоты, и инкубировали в течение 48 ч при 4 ° С. Затем добавляют 2 л холодной водопроводной водой, и полученный осадок на фильтре промывают до тех пор, пока не будет достигнуто рН 6,5 [25], [26]. Агарозе (1,6%) растворяют в инкубационном буфере (рН 5,0) [24] в микроволновой печи и охлаждают до температуры 50-60 ° С. Затем добавляют фосфорную кислоту, опухшие хитин (0,5%) и 10 мл этой суспензии с помощью пипетки в 85-мм чашках Петри. После полимеризации скважин 4-мм диаметра штамповали в агарозном и кусочки геля были удалены с помощью водоструйного насоса
<р> лиофилизированный порошок стандартного хитиназе от Serratia marcescens
(5 U. Sigma-Aldrich, Германия) растворяли в 1 мл буфера для инкубации в качестве стандартного раствора. Известное концентрация стандартного хитиназе добавляли к каждой пластине в качестве опорного и инкубационный буфер был использован в качестве отрицательного контроля. Во-первых, 6 мкл образцов каждого раствора пипеткой в ​​каждую лунку, после чего планшеты инкубировали в течение 20 мин при комнатной температуре, чтобы образцы диффундировать в агар. Затем дополнительный L образец добавляли в каждую лунку и планшеты инкубировали при комнатной температуре в течение 20 мин с последующей инкубацией при 37 ° С в течение 20 часов. затем агарозы планшеты окрашивают 0,1% calcofluor (Calcofluor осветлителя M2R; Sigma, MO, USA) в течение 10 мин и промывают дистиллированной водой в течение 2 ч. Литические зоны визуализировали с использованием УФ-просвечивания, а затем сфотографировали. Диаметры литических зон были измерены с помощью GIMP (версия 2.6.11; www.gimp.org). Используя эталонный серии разведений исходного раствора хитиназы с деятельностью инкубационного буфера фермента рассчитывали по диаметру зоны по сравнению с логарифмом концентрации и вариации между пластинами были скорректированы с внутренними стандартами хитиназе, используемых на каждой чашке Петри.
<Р> Для анализа ферментативной активности при различных значениях рН, гелевые пластины были получены, как и раньше, но с различными значениями рН (рН 4,0, рН 5,0, рН 6,0, рН 7,0 и рН 8,0). Супернатанты желудка, двенадцатиперстной кишки, тощей /подвздошной, подвздошной /толстой кишки и толстой кишки /прямой кишки одного индивидуума P. Pipistrellus
были использованы. Литическую зоны визуализировали с использованием УФ-просвечивания и анализировали, как и раньше. Кроме того, значения рН секций GI тракта пяти особей P.
Pipistrellus были измерены с использованием многоцветных кодировкой индикаторную бумагу (рН 0.0-6.0: Acilit, точность 0,5; рН 6.5-10.0: специальный индикатор, точность 0,3; Мерк).

Выражение хитиназы в желудочно-кишечном тракте

Вестерн-блот-анализ.
<р> вестерн-блоттинга было проведено с целью выявления и биохимически местонахождение хитиназу в желудочно-кишечном тракте европейских видов летучих мышей и исключить хитинолитических активности, вызванной лизоцимы. Супернатанты образцов ткани из шести видов летучих мышей (раздел желудочно-кишечного тракта образцы (желудка, двенадцатиперстной кишки, тощей /подвздошной, подвздошной /толстой кишки и толстой кишки /прямой кишки):. P Pipistrellus
(<ет> п
= 2 ), P. auritus
( п
= 2), M. nattereri
( п
= 1), M. Myotis
( п
= 1) и N leisleri
(<ет> п
= 1); дополнительные образцы желудка:.. P Pipistrellus
( п
= 9), M. nattereri
( п
= 1), M. daubentonii
( п
= 2)) и отдел желудка М. Musculus
использовали в качестве положительного контроля [27], были подвергнуты додецилсульфата натрия-электрофореза в полиакриламидном (SDS-PAGE) (Laemmli [28] изменен после того, как Sambrook, Fritsch &Amp; Маниатис [29]).
<р> Супернатанты каждой 750 мкг ткани были смешаны 1:1 в 2 × SDS гель-загрузочного буфера и нагревали до 95 ° с в течение 3 мин. Из каждого образца, 15 мкл подвергали разделяющего геля 12% и 5% концентрирующего геля. Электрофорез проводили в восстановительных условиях при напряжении 100 В. Разделенные белки электроблоттировали в течение 1 ч при постоянном токе в 0,8 мА /см ^{2 на ПВДФ-мембраны. Блот блокировали 5% обезжиренным сухим молоком в Трис-буферном солевом растворе (TBS, рН 7,5), содержащем 0,1% Tween 20 (Roth) в течение 1 ч перед инкубацией с кроличьей поликлональной антитело, направленное против N-конца кислой хитиназы ( АВИВА системной биологии, CA, США, разбавленный 1:1000 в TBS, содержащем 1% BSA) при 4 ° с в течение ночи. После промывки TBS, содержащим 0,05% Tween 20 и 0,1% бычьего сывороточного альбумина, мембраны инкубировали в течение 1 ч с щелочной фосфатазы-конъюгированные козьи поликлональные антитела к кроличьим IgG (H &Amp; L) (Roth, анти Кролик-АП 4751; разбавленный 1:7500 в TBS, содержащем 1% бычьего сывороточного альбумина). Блот промывали четыре раза и связывания антитела визуализировали путем инкубации с bromochloroindoyl фосфата (Bethesda Research Laboratories, MD, USA) и тетразола субстрата (Biotech торговли &Amp; Service GmbH, Германия) в соответствии с Harlow и Lane [30]}

Immunohistochemistry.
<р> Для локализации AMCase на клеточном уровне, иммуногистохимический анализ проводили на сегментах тракта GI от P. Pipistrellus
( п
= 3). Части желудочно-кишечного тракта были зафиксированы в 4% параформальдегида в фосфатно-солевом буферном растворе (рН 7,0) в течение 24 ч, после чего их промывали 4 × 1 ч с TBS. Затем блоки ткани дегидратируют в серии градуированных этанола (30%, 50%, 70%, 90%, 100%) и, наконец, заливали в парафин. Парафиновые блоки разрезали на секции толщиной 4-9 мкм с использованием саней микротома (Leitz, Германия) и сушат в течение ночи. Чтобы получить доступные сайты связывания антигена, срезы ткани были пепсином приготовленный к употреблению (Sigma) после Гото и др. [27]. Срезы промывали 0,01% твина 20 в TBS. Неспецифические участки блокировались 5% козьей сывороткой (Merck) в 3% БСА (AppliChem, Германия). Срезы подвергали воздействию кроличьего поликлонального антитела, направленного против N-конца кислой хитиназы (АВИВА системную биологию, разведенного 1:200 в TBS, содержащем 1% БСА) во влажной камере. Несвязанные антитела удаляли путем промывки TBS, перед вторичным антителом (ChromeoTM 546, Abcam, Великобритания, разводили 1:2500 в 0,5% БСА в TBS) наносили. Для секций ядерных counterstaining инкубировали с 0,05% 4 ', 6-диамидино-2-фенилиндола (DAPI) (AppliChem). После окончательной промывкой TBS срезы были установлены с 1,4-диазабицикло [2.2.2] октан раствор (ДАБЦО) (Sigma). Для контроля автофлюоресценции и специфичности связывания антител срезы были обработаны с флуоресцинизотиоцианатом (FITC), меченное вторичное антитело, но без первичного антитела. Срезы оценивали с использованием флуоресцентного микроскопа (Olympus BX60 F-3, Olympus Optical Co LTP, Германия).

Результаты

хитинолитических активность
<р> Нам удалось обнаружить хитинолитический активность в образцах желудка всех людей (например, рис. 1) и в образце толстой кишки /прямой кишке одного, M. Myotis, М. nattereri
и N. leisleri
каждый (таблица 2). Ни один хитинолитический активность не может быть измерена в двенадцатиперстной кишке, тощей /подвздошной или образцов подвздошной кишки /толстой кишки. Хитинолитического активность в образцах желудка была наибольшей между рН 5,0 и рН 6,0 (рис. 2). Поддержка наших предыдущих результатов, не хитинолитический активность не была обнаружена в других регионах желудочно-кишечного тракта, независимо от значения рН. Значение рН среднее желудочно-кишечного тракта P. Pipistrellus
( п
= 5) было 5,6 ± 0,2 в желудке, 7,0 ± 0,3 в двенадцатиперстной кишке, 7,1 ± 0,2 в тощей /подвздошной кишке, 7,0 ± 0,2 в подвздошной /толстой кишке и 7,0 ± 0,5 в толстой кишке /прямой кишке.

Выражение хитиназе в желудочно-кишечном тракте
<р> Вестерн-блот-анализ М. Musculus
желудок показал характерную полосу при относительной молекулярной массой 46 K, что указывает на присутствие AMCase. Кроме того, во всех образцах желудков P. Pipistrellus, П. auritus, М. nattereri
, M. Myotis
, и N. leisleri
ясный белок полоса при 46 К был идентифицирован (для представительских Вестерн-блот-изображений, см. 3 для Pipistrellus
и рис. 4 для Plecotus, Myotis
и Nyctalus
). Этот белок группа не была обнаружена в пищеводе, двенадцатиперстной кишке, тонкой кишке /подвздошной кишке, подвздошной кишке /толстой кишки или толстой кишки образцов /кишку из видов летучих мышей (рис. 3). Все иммуногистохимические результаты контролировались для аутофлуоресценция и неспецифическое связывание вторичного FITC-связанного антитела. Желудочные секции были положительными анти-AMCase мечения антител, в то время как в пищеводе, двенадцатиперстной кишке, тонкой кишке /подвздошной кишке, подвздошной кишке /толстой кишки и толстой кишки /секции прямой кишки никакой привязки не было обнаружено. В разделах желудка, анти-AMCase маркировка была ограничена нижней части желудочных желез вдоль слизистой оболочки желудка вокруг ядер DAPI-окрашенных клеток (рис. 5).

Обсуждение
<р> Мы выдвинули гипотезу что европейские насекомоядных видов летучих мышей семейства Vespertilionidae имеют пищеварительный фермент хитиназу. Эта гипотеза была подтверждена наличием хитинолитических активности в желудках исследованных видов. Кроме того, настоящий хитиназы, более конкретно AMCase, можно было бы биохимически Во всех пробах желудка. Активные хитиназы являются общими и могут сохраняться у млекопитающих [14]. Тем не менее, расположение и функции AMCase отличаются у разных видов и не полностью решена [31].
<Р> Кроме того, мы предположили, что хитинолитическую активность находится в кишечнике, особенно в тонком кишечнике, так как она является сайт, где основной ферментативное расщепление и всасывание происходит [32]. Наши результаты не подтверждают эту гипотезу, как хитинолитический активность была локализована в основном в желудке и в течение трех лиц при низких уровнях активности в толстой кишке /прямой кишке. Высокая изменчивость хитинолитического активности в исследованных индивидуумов могут быть вызваны различными пищеварительную деятельность индивидов в момент смерти. Это подтверждается различными количествами пищевых продуктов, найденных в желудочно-кишечном тракте. Хитинолитический активность в образцах желудка, но не в образцах толстой кишки /прямой кишки может быть прослежена к деятельности AMCase, а не к лизоцима с помощью вестерн-блоттинга. Активность летучих мышей AMCase было оптимальным между рН 5,0 и рН 6,0. Эти уровни рН сопоставимы с кислой средой в желудках насекомоядных видов летучих мышей, как измерено в настоящем исследовании, и сообщает Наумовой и Жарова [33]. Это первый признак для биологической значимости AMCase в процессе пищеварения в этой части желудочно-кишечного тракта. Однако дальнейшие эксперименты, такие как пищеварительные испытания эффективности должны быть проведены, чтобы проверить, если активность AMCase представляет собой биологическое значение для хитина пищеварения. AMCase имеет двойную функцию иммунитета и переваривания хитин-содержащих организмов [34], [35]. Например, человек AMCase не приспособлен к кислой среде в желудке, в отличие от AMCase обнаружили у мышей [31]. Желудок AMCase из М. Musculus
содержит аминокислотные замены, которые необходимы для адаптации к кислой среде желудка [31]. Кроме того, загрузка и др. [17] показали, что мРНК AMCase из M. Musculus
встречается только в желудке. Если эти аминокислотные замены присутствуют в AMCase видов летучих мышей остается показать.

иммуногистохимические результаты этого исследования подтверждают локализацию AMCase в желудке видов летучих мышей, особенно в желудочных желез слизистой оболочки , Кроме того, мы обнаружили, что фермент находится в или вокруг главных клеток, расположенных у основания желудочных желез, как было показано ранее для желудка AMCase из М. Musculus
[27], [31], [34]. Главные клетки секретируют пищеварительные ферменты [36], которые расположены в многочисленных цитоплазматических гранул [37]. Распространенным фермент, вырабатываемый этим типом клеток желудка является пепсиногена, предшественник протеолитического фермента пепсина [38]. Гото и др. [27] показали, что производственный участок желудка AMCase из М. Musculus
в этих секреторных гранул. Поэтому, скорее всего, что AMCase также секретируется главная клетка у видов летучих мышей. Это противоречит результатам Уитакер и соавт. [8], который заявил, что хитиназы в видов летучих мышей получают путем хитиназе продуцирующих штаммов бактерий (в основном из семейства Enterobacteriaceae) в кишечнике. Известно, что кишечные бактерии производят хитиназу для удовлетворения собственных потребностей в продуктах питания [39]. Тем не менее, хитиназы продуцирующих энтеробактерий также могут быть найдены в желудочно-кишечном тракте млекопитающих, которые не питаются хитинового материала [19]. Это говорит о том, что не существует тесная связь между хитина пищеварения и хитинолитических бактерий. В этом исследовании, низкая хитинолитическую активность измеряли в кишечнике лишь несколько особей, и ни один AMCase не мог быть обнаружен при отделении кишечник от желудка. Это случайная хитинолитический активность может быть объяснено транспорта AMCase в желудке в кишечник с пищей, как обсуждалось Сузуки и др. [34] и загрузки и др. [17]. Кроме того, низкая хитинолитическую активность в кишечнике, может быть вызвано хитиназе энтеробактерий-продуцентов [8]. Тем не менее, количественное определение этих бактерий было бы необходимо для проверки участия в хитина переваривания этих симбионтов. Поэтому, вполне вероятно, что хитин в насекомоядных видов летучих мышей переваривали с помощью комбинации эндогенный желудка AMCase и хитиназы, выделяемой кишечных бактерий, как это было предложено для М. Musculus
[17]. Это исследование ясно показывает, что европейские насекомоядные летучие мыши семейства Vespertilionidae имеют пищеварительный фермент AMCase. Мы показали, что этот фермент активен и находится в желудке, особенно в или вокруг главных клеток у основания желудочных желез.

Выражение признательности
<р> Мы благодарим Е. Mühlbach, Р. Keil Н. Диттрих и С. Wiegand для образцов животных и Y. Кюнель, К. фон Бредов, А. Diebel и экологии Группа млекопитающим за их помощь.

• PLoS ONE: Еж Соник опосредует пролиферации и Набор трансформированных стволовых клеток мезенхимальных к животу
• PLoS ONE: Условное Выражение Wnt9b в Six2-позитивных клеток Бросается желудка и почек